Life Sciences Université Paris-Saclay

Pour le biologiste cellulaire, la machinerie sécrétoire des plantes carnivores est un modèle expérimental étonnant, et fascinant. Comment les cellules sécrétoires des plantes carnivores concilient-elles les fonctions de « prédation » avec les caractéristiques de sécrétion des cellules végétales ? Depuis les premières expériences rigoureuses de Darwin sur les mécanismes de piégeage et de digestion des proies, les études de microscopie électronique en transmission (MET) ont toujours été un moteur pour suggérer divers scénarios de modèles de sécrétion dans les cellules sécrétoires des plantes carnivores. Cependant, le manque d'informations spatiales a toujours été un véritable chaînon manquant pour corréler les mécanismes moléculaires potentiels en jeu, les observations physiologiques et les caractéristiques ultrastructurales de la cellule sécrétrice.

Récemment, la plateforme de microscopie électronique d'Imagerie-Gif (Institut de Biologie Intégrative de la Cellule – I2BC, Gif-sur-Yvette) et ses collaborateurs ont relevé le défi de cartographier l'organisation 3D des cellules sécrétoires de la plante carnivore Dionaea muscipula. Des méthodes de cryofixation sous haute pression combinées à des approches « slice and view » sur des échantillons inclus dans des blocs de résine (tomographie ultrastructurale, microscopie électronique à balayage, corrélation et rendu de volume en microscopie confocale) ont révélé des caractéristiques subcellulaires originales des cellules sécrétoires de Dionaea. Ces observations soulignent les innovations clés dans l'organisation fonctionnelle des compartiments endomembranaires pour ce cas unique d'exocytose stimulée dans les cellules végétales. Le produit sécrétoire délivré est un fluide biologique unique, composé d’enzymes digestives et de polysaccharides. L'appareil de Golgi est utilisé soit comme usine à protéines avec la capacité de créer des réservoirs d’enzymes digestives dans l'espace périplasmique, soit comme usine à polysaccharides, selon le stade du cycle digestif. La remarquable pléiomorphie des vacuoles peuvent agir comme des signaux pour accompagner le tri et les flux entrants de la cellule. La combinaison probable de phénomènes mécaniques sous-jacents à l'organisation des cellules sécrétrices pose finalement la question de l'efficacité des pièges en biologie végétale. En savoir plus ? Boulogne et al., J. Microscopy 2020.

Cette étude consacre le savoir-faire de la plateforme de microscopie électronique dans les approches de microscopies multimodales et de reconstruction 3D. L’acquisition prochaine d’un Microscope Electronique à Balayage à canon à effet de champ équipé d’un système intégré « Focus Ion Beam » (MEB-FIB) pour réaliser de manière automatique des séries d’images en axe Z permettra à la plateforme d’aller plus loin encore dans ces approches, en alliant résolution, préservation optimale et corrélation avec d’autres approches de microscopies (co-financement SESAME IdF 2020). De beaux projets en perspectives !

Contact : Claire Boulogne (claire.boulogne@i2bc.paris-saclay.fr)

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I2BC / Plateforme de microscopie électronique (I2BC - Plateformes Imagerie-Gif). La plateforme de microscopie électronique propose la résolution spatiale nécessaire pour étudier l'ultrastructure et la localisation cellulaire, les organisations macromoléculaires et les interactions moléculaires au sein d'une cellule ou d'un tissu. De par sa localisation au sein de l’Institut de Biologie Intégrative de la Cellule (I2BC) et de l’université Paris-Saclay, la plateforme de microscopie électronique possède une forte expertise dans l’étude de modèles biologiques variés (virus, micro-organismes, cellules animales, végétales, tissus…) mais aussi dans la caractérisation de particules de synthèse organiques et inorganiques et de leurs interactions avec le vivant. Les deux microscopes électroniques en transmission possèdent des configurations variées (cryo-MET, tomographie 3D, analyse EDS) et jouxtent un laboratoire de préparation d'échantillons également ouvert aux utilisateurs. Les ingénieurs de la plateforme proposent expertises et conseils pour la réalisation de vos expériences, et vous accompagnent tout le long de votre projet scientifique, depuis l’élaboration du protocole de préparation d’échantillon, jusqu’à l’interprétation des données.

A propos de l’Institut de Biologie Intégrative de la Cellule (I2BC - UMR 9198). L’I2BC est une Unité Mixte de Recherche (CEA, CNRS, Université Paris-Saclay), constituée de 70 équipes de recherches et 15 plateformes technologiques, provenant de 8 unités de recherches (CGM, IBBMC, IGM, ISV, LEBS, VMS, SB2SM, SBiGeM). L’institut est réparti sur 3 sites de recherche (Campus d’Orsay Vallée de l’Université Paris-Saclay, Campus du CNRS de Gif sur Yvette et Campus du CEA / Centre de Saclay) au sein de 14 bâtiments jusqu’au rassemblement programmé en 2020 sur le campus du CNRS de Gif-sur-Yvette.

L’UMS IPSIT (Ingénierie et Plateformes au Service de l’Innovation Thérapeutique) compte à ce jour 11 plateformes dont PLAIMMO (PLAteforme d'IMmuno-MOnitorage) qui propose des prestations de service et offre son expertise en cytométrie pour la réalisation de projets de recherche sur des modèles expérimentaux cellulaires et animaux.

Grâce à l’apport de financements (ERM - Equipements de recherche mutualisés, Université Paris-Saclay en 2019 et DIM - Domaines d’intérêt majeur, Région Ile de France, 2020), PLAIMMO étend aujourd’hui son offre de service en mettant à votre disposition un nouvel appareil de mesure de haute technologie, le QuickPlex® SQ 120 (Meso Scale Discovery, MSD).

Le QuickPlex® SQ 120 (Meso Scale Discovery, MSD) est un lecteur permettant de mesurer des paramètres en multiplex à partir d’échantillons biologiques. Il permet l’analyse simultanée jusqu'à 10 biomarqueurs (Hassler et al., PLOS Medicine 2020). Sur le principe de la technique ELISA, la révélation se fait grâce au couplage d’un SulfotagTM avec l'électrochimioluminescence, ce qui permet d'atteindre des sensibilités de l'ordre du fg/mL, ainsi qu’une plage dynamique plus large que les techniques habituelles telle que l’ELISA. Cette technologie permet également une réduction de l’effet matrice, ce qui autorise les quantifications d’analytes dans des milieux classiques (surnageants de culture, sérum, plasma, urine, liquide céphalo-rachidien), mais aussi plus denses et complexes (homogénat de cellules, sang total, liquide broncho-alvéolaire). Un autre avantage de cette technique est la faible prise d’essai nécessaire pour faire l’analyse (entre 10 et 25 µL). C’est une technologie simple, rapide, flexible, générant peu de bruit de fond et qui possède un large domaine d’applications. En savoir plus ? L’une de ces applications est la quantification des ADA (anti-drug antibodies), lors de l’immunisation des patients contre les biothérapies (Morgan et al., Front. Immunol. 2019). Cette méthode diminue en effet les interactions non spécifiques entre ADA et biomédicament (drug - interference) par rapport aux autres approches testées. Elle est recommandée par la FDA pour le suivi de l’immunogénicité au cours des essais cliniques. Ce lecteur est utilisable avec un large choix de de kits proposés par la société MSD, chez l’animal ou chez l’homme. En savoir plus ?

Le QuickPlex® SQ 120 (Meso Scale Discovery, MSD) est actuellement installé dans les locaux de l’UFR Pharmacie en tour D4 / salle 319 (Faculté de Pharmacie, 5 Rue Jean Baptiste Clément, 92290 Chatenay-Malabry). Après discussion du projet et formation, l’utilisateur aura accès au lecteur dans le cadre d’une prestation autonome pour la lecture de ses plaques. L’assistante Ingénieure responsable du lecteur vous propose aussi une prestation de service pour la réalisation complète de l’expérimentation (réalisation ou mise au point du test, lecture de la plaque et analyse des résultats). Il sera possible aussi de profiter de l’expertise acquise dans le dosage à façon, comme celui des ADA pratiqué en routine par une ingénieure de l’UMR 996 (Inflammation, Microbiome and Immunosurveillance). Les prestations de services proposées par PLAIMMO sont réalisées dans le cadre d’une démarche qualité SMQ (charte, fiche projet, encadrement).

Contact : Sophie Viel (sophie.viel@universite-paris-saclay.fr) ou Marie-Laure Aknin (marie-laure.aknin@universite-paris-saclay.fr)

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En savoir plus sur la plateforme de cytométrie en flux PLAIMMO ? Lisez à nouveau leur précédent FOCUS PLATEFORME !

La plateforme de cytométrie en flux (PLAIMMO) de l'Unité Mixte de Service – Ingénierie et Plateformes au Service de l’Innovation Thérapeutique (UMS-IPSIT) située sur le site de Clamart offre régulièrement ses services aux équipes de recherche académiques du territoire Paris-Saclay ainsi qu'aux industriels. Le personnel de la plateforme est à votre disposition pour vous aider à pour la réalisation de projets de recherche fondamentale, préclinique sur des modèles expérimentaux ainsi que pour des protocoles de recherche clinique. Son personnel est aussi à votre service pour la mise au point de nouvelles techniques utilisant la cytométrie en flux. Les équipements de cytométrie en flux de la plateforme permettent le phénotypage des cellules par la détection de molécules membranaires et intracellulaires (biomarqueurs) mais aussi des études fonctionnelles tel que la détection de phosphorylation des protéines, la prolifération cellulaire, la quantification de cytokines ou chimiokines excrétées ou la détection d'ARN. Enfin, des tris cellulaires à haut débit sont aussi proposés par la plateforme.  La plateforme est également équipée pour mesurer de l'expression de gènes grâce à la PCR quantitative en temps réel. Nos activités qui peuvent être en relations avec celle d'autre plateforme, permettent l'identification de nouveaux biomarqueurs qui peuvent être des cibles thérapeutiques.

La plateforme Imagerie in vivo et transparisation fait partie de l’unité INRAE / Infectiologie Expérimentale des Rongeurs et Poissons (IERP) et propose des services de phénotypage par imagerie in vivo et transparisation sur les espèces poissons et rongeurs. Elle est rattachée à l’Institut des Sciences Animales Paris Saclay et est constituante de l’infrastructure nationale EMERG’IN.

Une prestation - un savoir-faire - une expertise ? Notre principale activité porte sur le développement d’outils d’imagerie en 3D pour l’étude de la santé des poissons. Ces outils consistent en l’intégration d’immuno-marquages in toto, de transparisation et d’imagerie en 3D. La transparisation est un procédé qui consiste à réduire l’absorption et la diffusion de la lumière à travers un tissu biologique pour le rendre transparent. Plusieurs protocoles ont été décrits, qui varient selon la taille, la nature et la méthode d’observation de l’échantillon. Les approches que nous avons mises au point visaient dans un premier temps à caractériser la morphologie de tissus profonds de poisson zèbre. Depuis lors, les travaux de R&D ont permis d’imager des poissons entiers tels que les truitelles (figure), les carpes et les anguilles. Les avantages sont multiples : 1) possibilité d’observer en 3 dimensions des poissons entiers, comme en imagerie médicale, 2) obtenir ces informations à des résolutions sub-cellulaires, comme c’est le cas en histologie (immunohistochimie) à partir de coupes fines de tissus, et 3) analyse en 3 dimensions de différents systèmes biologiques (réseaux vasculaire, lymphatique, neuronal, ...). Les applications sont diverses : anatomie des poissons, histopathologie, comme détection de pathogènes d’intérêt. Le poids des jeux de données générés par l’imagerie de gros spécimens en 3D est une limite pour le stockage, la manipulation et le traitement des images.

Nos perspectives ? L’identification de marqueurs d’immunohistochimie pour les espèces poissons, l’imagerie de poissons de plus grande taille, le développement de nouveaux outils de diagnostic pour la santé des poissons.

En parallèle, la plateforme propose ces services pour l’étude de tissus cibles d’autres espèces animales dans le cadre de projets en infectiologie et immunité.

La plateforme INRAE / Infectiologie Expérimentale des Rongeurs et Poissons (IERP) a pour principales missions la production d’animaux à statut sanitaire et génétique défini, la réalisation in vivo d’expérimentation en infectiologie et le phénotypage des animaux infectés par imagerie. Dans le cadre de projets collaboratifs ou de prestations de service, l'infrastructure mène des projets en infectiologie, immunologie, vaccinologie, génétique, physiologie et microbiologie. Distribuée dans plusieurs bâtiments du campus, notre infrastructure réalise des projets multi-espèces au sein d’une animalerie « rongeurs » pour les modèles souris et rat et d’une pisciculture expérimentale hébergeant les espèces aquacoles (truite et carpe) et poisson-zèbre. Chaque installation dispose de laboratoires de confinements (BSL2/3) équipés de technologies avancées (IVIS, bi-photon) pour le suivi par imagerie des animaux infectés.

Contacts : Christelle Langevin (christelle.langevin@inrae.fr) et Dimitri Rigaudeau (dimitri.rigaudeau@inrae.fr)

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En savoir plus ? Modèles « poissons » : Frétaud et al., Dev Dyn 2020 ; Vila et al., J Mol Biol 2020 ; Pérez-Pascual et al., BioRxiv 2020 ; « souris » : Frétaud et al., BioRxiv 2020 ; Bryche et al., J Neurochem 2020 ; « porc » : Bernelin-Cottet et al., Viruses 2019 ; Bordet et al., eCollection 2019.

Les fonctions essentielles des cellules vivantes sont assurées par des protéines mais également par des machineries constituées de plusieurs sous-unités protéiques. L’étude des mécanismes moléculaires de ces machineries est un enjeu majeur pour la compréhension du vivant et pour la conception de nouveaux médicaments. Ces études nécessitent l’expression et la purification à homogénéité de ces assemblages multi-protéiques. Dans ce cadre, le plateau technique d’expression en cellules d’insectes, partie intégrante de l’Institut de Biologie intégrative de la Cellule (I2BC, Gif-sur-Yvette), offre depuis 2014 la possibilité de sur-exprimer ces machineries dans le cadre de l’infrastructure nationale FRISBI. Cette plateforme permet notamment de traiter des projets pour lesquels l’expression dans E. coli ne donne pas de résultat satisfaisant, et à ce titre, a implémenté, en collaboration avec Imre Berger (Université de Bristol, (UK)), un système d’expression simple et robuste appelé MultiBac (Pelosse, 2017).

Le procédé utilisé par la plateforme est multiétape : Dans un premier temps, les différents sous-unités de la machinerie cellulaire étudiée sont clonées dans un plasmide adapté (A, voir Figure). Ce plasmide est recombiné avec le matériel génétique d’un baculovirus contenant la protéine YFP comme rapporteur pour former un Bacmid. Des cellules d’insectes (Spodoptera frugiperda) sont alors infectés pour préparer des premières générations de virus qui seront elles-mêmes utilisées pour infecter des cellules d’insectes préparées pour la culture. Le niveau d’expression des protéines au cours de la culture est évalué par l’évolution du niveau d’expression de la YFP (cellules fluorescentes). Les culots de cellules d’insectes ont permis d’obtenir jusqu’à 25 mg par litre de culture en fin de purification de différents complexes qui ont pu être utilisés ensuite pour des études fonctionnelles, pour des études (B) par cristallographie aux rayons X, (C) par RMN et (D) par cryoEM.

Depuis 2014, 42 projets correspondant à 450 litres de culture de cellules d’insectes ont été réalisés notamment à travers l’infrastructure nationale en Biologie Structurale FRISBI. Le protocole mis en place permet de produire sur une semaine de larges volumes de culture (3,5 litres) et de suivre la production par mesure de fluorescence du milieu à l’aide d’un cytomètre de paillasse (Guava easyCyte 6HT). Des expressions peuvent être réalisées sur différentes cellules d'insectes Sf21 ou cellules High Five si besoin. Le plateau peut former un certain nombre d’utilisateurs par an avec une formation sur 10 jours comprenant l’infection des cellules d'insectes et les premières productions sur leurs systèmes biologiques.

En savoir plus ? Nemoz et al., Nat. Struct. Mol. Biol. 2018 ; Pelosse et al., BMC Biol. 2017.

Contact : Virginie ROPARS (virginie.ropars@i2bc.paris-saclay.fr)

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I2BC / Plateau technique expression des protéines en cellules d'insectes. Le plateau technique est localisé sur deux sites : un pour la production de complexes multiprotéiques eucaryotes dans des cellules d'insectes (Laboratoire de Biologie Structurale et Radiobiologie, CEA Saclay), et l'autre pour la production de protéines radiomarquées (azote, carbone, hydrogène) pour des applications RMN (Laboratoire de chimie et biologie structurales, ICSN). Cette plateforme fait partie du pôle des plateformes de Biologie Structurale de l’I2BC qui comprend : i) les plateformes de Cristallisation, RMN, CryoEM, Mesures d'Interactions Macromoléculaires, et ii) les plateaux techniques d'Expression de protéines solubles ou membranaires en levures, Expression des protéines en cellules d'insectes et Bioinformatique structurale.

… ou comment et pourquoi des chercheurs de l’UMR Baobab (CEA/CNRS/UPSaclay) de Neurospin (Institut Joliot, CEA, Centre de Saclay, Gif-sur-Yvette), au sein d’un consortium européen nommé M-ONE, démarre actuellement un projet de conception d’un nouveau type d’antennes pour l’imagerie du cerveau par résonance magnétique (IRM) ultra haut champ utilisant des métamatériaux ! En première ligne dans ces développements… le plateau technique NEUROSPIN / imagerie in vivo chez l'homme, ex vivo et in vitro, IRM 7T, opérant un équipement unique sur Paris-Saclay et rare en France : un IRM 7T (Magnetom, Siemens Healthineers), en particulier dans sa configuration actuelle*, et la PME Multiwave Technologies.

Les IRM ultra-hauts champs magnétiques s’installent progressivement en routine clinique grâce à des appareils ayant obtenu, ou en passe d’obtenir selon les constructeurs, les agréments et autorisations nécessaires et ceci au niveau international. Ces machines malgré leur potentiel recèlent quelques faiblesses limitant l’impact sur le diagnostic ; en particulier, l’hétérogénéité de l’excitation des spins, avec des concepts d’antennes radiofréquences classiques est extrêmement délétère à la qualité d’image. L’utilisation de métamatériaux dans le design d’antenne pourrait radicalement changer cette situation (Dubois M. et al., Phys. Rev. X 2018, 8, 031083). Cette approche a émergé durant le projet M-CUBE (FET-OPEN, 1er janvier 2017 – 31 mars 2021) et va se poursuivre, toujours financée par l’Europe, à travers le projet M-ONE (FET-PROACT). Son objectif : La mise en production d’une antenne comportant ces nouvelles technologies et en démontrer la plus-value pour l’imagerie IRM à 7T. La PME Multiwave Technologies, le fer de lance de cette initiative, souhaite, à l’issue des deux années de projet, aboutir à un produit commercialisable la différenciant de la concurrence en proposant une antenne résolvant la plupart des problèmes observés à ce champ magnétique, permettant l’obtention d’images de qualité améliorée comparées à celles obtenues avec des concepts classiques, et ceci à un prix très attractif. L’illustration droite ci-dessus représente un modèle simulé de l’antenne radiofréquence visée et utilisant des nanomatériaux. Affaire à suivre !

* l’IRM 7T en place sur le plateau technique NEUROSPIN / imagerie in vivo chez l'homme, ex vivo et in vitro, IRM 7T (Magnetom, Siemens Healthineers) comporte le système de gradient le plus puissant installé à cette intensité de champ magnétique (Gmax 100mT/m ; slewrate 200T/m/s). Il dispose d’un système de transmission parallèle avec 8 canaux d’émission (1kW/canaux) et permet de faire de l’imagerie de noyaux autres que l’hydrogène (ex : lithium, phosphore, sodium).

Contact : Alexandre Vignaud (alexandre.vignaud@cea.fr)

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NEUROSPIN / Imagerie in vivo chez l'homme, ex vivo et in vitro, IRM 7T : Technologie : Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) à ultra haut champ 7 Tesla. Recherche fondamentale et appliquée sur le cerveau chez l’homme Offre : Gestion de protocoles de recherche biomédicale d’imagerie, recrutement de volontaires sains, acquisition de données d'imagerie in vivo de cerveau chez l’homme ou in vitro de pièces anatomiques, développement et mises en place de séquences IRM (IRM anatomique, IRM de diffusion, spectroscopie RMN, IRM fonctionnelle) analyse et traitement de données d'imagerie.

A propos de NeuroSpin. Neurospin est une infrastructure de recherche sur le cerveau exploitant des grands instruments d'imagerie. NeuroSpin offre à la communauté scientifique publique et privée la possibilité de faire progresser la connaissance du cerveau, et particulièrement du cerveau humain, en proposant un accès à des méthodologies de pointes en imagerie cérébrale et en neuro-informatique. NeuroSpin développe et met à la disposition de la communauté des instruments uniques, notamment en imagerie très haut champs et dans le domaine des big data. Cette offre s'inscrit dans le cadre des missions spécifiques de NeuroSpin qui sont : i) analyser les fonctions du cerveau humain, leur développement dans l'enfance, et l'impact de la culture et de l'éducation ; ii) identifier les marqueurs et les mécanismes de maladies neurologiques, psychiatriques et neurodéveloppementales ; iii) comparer le cerveau humain et celui d'autres espèces animales ; développer et tester des méthodes d'imagerie à toutes les échelles d'observation : par résonance magnétique (IRM), par électro- et magnéto-encéphalographie (EEG et MEG), et par électrophysiologie massivement parallèle ou l'imagerie photonique et v) développer des logiciels spécialisés dans le traitement et la modélisation des grands jeux de données en neuroimagerie.

A propos de Joliot : L’Institut des sciences du vivant Frédéric Joliot (CEA-Joliot) étudie les mécanismes du vivant pour, à la fois, produire des connaissances et répondre à des enjeux sociétaux au cœur de la stratégie du CEA : la santé et la médecine du futur, le numérique et la transition énergétique. Les travaux, fondamentaux ou appliqués, reposent sur des développements méthodologiques et technologiques. Ces derniers sont conduits sur des plateformes techniques de premier plan, pour la plupart labélisées IBiSA ou intégrées dans des infrastructures nationales en biologie et santé (INBS) : France Life Imaging (imagerie biomédicale), FRISBI (biologie structurale intégrée), MétaboHUB (métabolomique) et NeurATRIS (recherche translationnelle en neurosciences). Les collaborateurs du CEA-Joliot sont pour moitié impliqués dans des unités mixtes de recherche (UMR), en partenariat avec les autres organismes de recherche français (CNRS, Inrae, Inria, Inserm) et les universités, en particulier l’Université Paris-Saclay. Le CEA-Joliot est implanté principalement sur le centre CEA-Paris-Saclay. Des équipes travaillent également à Orsay, Marcoule, Caen, Nice et Bordeaux.

La plateforme de cytologie et imagerie de l’Observatoire du Végétal est une plateforme couvrant différents aspects de la microscopie, de l’observation en fond clair à l’analyse poussée de la fluorescence en microscopie confocale dont l’activité est centrée autour des échantillons végétaux. Elle offre un ensemble de microscopes et d’appareils de préparation des échantillons nécessaire pour l’observation ainsi que les compétences nécessaires. Un des volets comprend la microdissection laser, grâce à un microdissecteur PALM MicroBeam® (ZEISS), qui permet de descendre à des résolutions cellulaires sur échantillons inclus ou congelés.

Vous avez dit « microdissection assistée par laser (LAM) » ? En biologie du développement, l’analyse de l’expression des gènes est un outil puissant de caractérisation d’organes ou de lignées cellulaires. Avoir accès à des zones de plus en plus ciblées permet d’affiner fortement les territoires et patrons d’expression. La microdissection assistée par laser (LAM) permet une récupération précise de tissus ou types de cellules spécifiques, en fonction de leur morphologie ou de leur coloration par fluorescence lorsque des marqueurs spécifiques de cellules ont été introduits. Si elle est basée sur des sections incluses en paraffine, l'identification de zones spécifiques peut être facilitée par l'utilisation d'un microscope, bien que la diminution de la taille (épaisseur, dimension) de la section abaisse la quantité d'ARN extrait. De même, de très petites zones d'intérêt auront une faible teneur en ARN total, ce qui entravera une analyse transcriptionnelle complète. La taille de la zone d'intérêt et sa teneur en ARN ultérieure sont donc un enjeu crucial dans la production de données de bonne qualité. Enfin, si les coupes incluses en paraffine produisent généralement un ARN de moins bonne qualité que les tissus frais, la qualité de la section reste bien meilleure que les cryo-sections, qui se déshydratent rapidement à température ambiante pendant la dissection. Un avantage clé des coupes en paraffine est bien de réduire les dommages à la structure de l'organe avant et pendant la microdissection.

Son couplage avec les outils du transcriptome profond (RNAseq) permet d’accéder à des niveaux de résolution 2D jusqu’ à maintenant inaccessibles ! Le développement des technologies NGS (Next Generation Sequencing) offre de nombreux avantages : sensibilité, capacité à quantifier l'expression dans des espèces pour lesquelles aucune séquence génomique n'est disponible (i.e. nouvelles espèces d'intérêt), accès à des formes épissées différentiellement ou à des formes d’ARN non codants. Ces techniques sont parfaitement maitrisées par la plateforme de transcriptomique de l’IPS2 (POPS), plateforme avec laquelle nous (plateforme de cytologie et imagerie) nous sommes associés pour mettre au point un protocole robuste permettant de diminuer de plusieurs ordres de grandeur la quantité d’ARNs totaux nécessaire à une analyse sur coupes en paraffine : 10 picogrammes seulement, c’est la quantité d'ARN suffisante pour générer des banques et produire des données ARN-seq quantitatives ! A noter aussi qu’une quantité légèrement inférieure peut permettre de vérifier la présence d'un gène donné, mais sans pouvoir le quantifier.

Exemple choisi d’application de cette technique : Récemment, ces protocoles ont été appliqués à la dissection de l'épiderme d’embryons de la plante modèle Arabidopsis thaliana au stade torpille, ce qui était un véritable défi à relever avec Arabidopsis. Nous avons évalué l'approche avec succès sur deux voies métaboliques primaires et secondaires bien connues, à savoir la biosynthèse des cires cuticulaires et des flavonoïdes, toutes deux intervenant préférentiellement dans les cellules épidermiques. Nous avons ensuite analysé les facteurs de transcription (TF) et nous avons pu détecter de nombreux facteurs de transcription différentiellement exprimés dans cette couche cellulaire. Nos résultats montrent que de nouveaux TF putatifs spécifiques de l'épiderme ou exprimés préférentiellement dans ces cellules peuvent être identifiés, dont plusieurs jamais identifiés, ouvrant la voie à de nouvelles analyses fonctionnelles de ces candidats intéressants pour la régulation de la différenciation des cellules épidermiques et des voies métaboliques. Au-delà du RNAseq, les échantillons microdisséqués peuvent également être utilisés dans des analyses chimiques pour déterminer, par exemple, la composition des parois végétales.

Contact : Bertrand DUBREUCQ (bertrand.dubreucq@inrae.fr) et Lionel Gissot (lionel.gissot@inrae.fr)

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La plateforme de Cytologie et Imagerie est une plateforme adossée à une très grosse unité (Institut Jean Pierre Bourgin, 350 personnes) et intégrée dans un ensemble plus vaste allant de la culture des plantes à l’observation finale ou l’analyse métabolique (Observatoire du Végétal). La plateforme a été pionnière dans le développement de nouvelles techniques d’étude du végétal notamment dans l’étude du matériel vivant (caractérisation du développement du méristème vivant, interaction entre protéines par la technique d’anisotropie de fluorescence chez les végétaux). La plateforme compte 8 permanents INRAE (5 ETP) et regroupe les activités et les équipements d'imagerie cellulaire nécessaires à l’étude des plantes : micro et macroscopie, microscopie confocale, vidéomicroscopie, cytométrie, microscopie électronique à balayage, microdissection laser, ainsi que toutes les ressources pour le traitement, l’inclusion et la coupe des échantillons (coupe semi fines, fines, ultrafines, cryosections). Elle est hébergée dans un bâtiment complètement rénové de 1000 m2 accueillant la trentaine de pièces optiques et les données produites par la plateforme sont hébergées sur un serveur institutionnel dont le contenu est sécurisé et sauvegardé. La plateforme est ouverte à toutes les demandes de l’unité et hors unité, institutionnelles ou du secteur privé. La structure est labellisée IBISA.

La plateforme de cristallisation fait partie intégrante de Institut de Biologie intégrative de la Cellule (I2BC, Gif-sur-Yvette) et propose l’accès à deux types de robots de cristallisation (Cartesian®, Proteigen et Mosquito®, LabTech TTP), réalisant des gouttes de nano-volumes dans des plaques 96 puits. Chaque plaque permet de cribler 96 conditions de cristallisation ; la cristallogenèse étant une science empirique avec essai-erreur. L’évolution des gouttes de cristallisation jusqu’à obtention ou pas de cristaux est suivie grâce aux robots de visualisation RockImager® 182 et 1000 (Formulatrix). Une plaque 96 puits nécessite seulement 20 µL de protéine seule ou en complexe avec différents ligands qui peuvent être des substrats, des inhibiteurs, d’autres protéines, des acides nucléiques et potentiellement de futurs médicaments. Les concentrations des protéines purifiées doivent être entre 10 et 20 mg/mL pour réaliser les premiers essais de cristallisation. A l’obtention des premiers cristaux, les conditions de cristallisation peuvent être optimisées par le robot STARlet® (Hamilton). Parce que la température est un paramètre important sur la pousse des cristaux, nous disposons de deux pièces l’une à 6°C et l’autre à 18-20°C pour réaliser et stocker les plaques de cristallisation. Les cristaux de protéine ou complexe soumis aux rayons X du Synchrotron Soleil pourront ensuite diffracter s’ils sont de bonne qualité et l’analyse des données de diffraction donnera accès à un modèle atomique de la protéine ou complexe d’intérêt. La proximité du Synchrotron Soleil est un réel atout pour la plateforme de cristallisation.

I2BC / Plateforme de cristallisation s’adresse à tous les scientifiques (du novice aux cristallographes expérimentés) désireux de pouvoir « regarder » l’objet qu’ils étudient : La qualité de l’échantillon protéique est un critère important ! L’échantillon doit être pur et vérifié sur un gel acrylamide dénaturant avant d’être cristallisé. Les novices pourront être conseillés et accompagnés par le personnel de la plateforme sur la meilleure méthode de purification de leur protéine d’intérêt. La plateforme offre donc une variété de possibilités aux utilisateurs / clients sous forme d'accès libre, de collaborations et de services. N’hésitez pas à nous contacter !

Contacts : Solange Morera (solange.morera@i2bc.paris-saclay.fr) et Herman van Tilbeurgh (herman.van-tilbeurgh@i2bc.paris-saclay.fr)

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I2BC / Plateforme de cristallisation. La cristallographie des protéines est l’approche principale pour caractériser la structure 3D de protéines liées à des candidats médicaments et pour déterminer les bases moléculaires de complexes entre les protéines et leur partenaire ADN, ARN, autre protéines, peptides, lipides et co-facteurs. La plateforme de cristallisation permet de réaliser le criblage, l'analyse et l'optimisation automatisés des conditions de cristallisation des macromolécules. Elle offre notamment l'accès en libre-service aux robots de cristallisation et visualisation des cristaux, met à disposition de ses utilisateurs des kits de cristallisation prêts à l'emploi, et peut réaliser des projets de cristallisation et cristallographie en collaboration. La plateforme de cristallisation est labélisée IBISA. Elle fait partie du pôle des plateformes de Biologie Structurale de l’I2BC qui comprend : i) les plateformes de Cristallisation, RMN, CryoEM, Mesures d'Interactions Macromoléculaires, et ii) les plateaux techniques d'Expression de protéines solubles ou membranaires en levures, Expression des protéines en cellules d'insectes et Bioinformatique structurale. Elle fait également partie de l'infrastructure nationale en Biologie Structurale FRISBI.

La Cellule d’Ingénierie Génétique et d’Expression (CIGEx) est rattachée à l’Institut de Radiobiologie Cellulaire et Moléculaire (IRCM), l’un des cinq piliers constituants l’Institut de biologie François Jacob. Elle est localisée sur le centre CEA de Fontenay-aux-Roses et vous décline au travers de ce FOCUS PLATEFORME, son offre de service et expertise en clonage de gènes et expression-purification de protéines recombinantes, ainsi que quelques-unes de ses réalisations récentes !

Vous commencez un projet, vous avez des sous-clonages à réaliser mais vous ne disposez pas ou plus des ressources humaines pour le faire, ou plus les compétences ni le matériel ? Vous voulez réaliser rapidement plusieurs constructions car une publication est en révision ? Vous avez un plasmide délicat à modifier en éliminant des séquences et vous ne savez pas comment faire ? Vous avez une mutation ponctuelle à réaliser sur un plasmide de plus de 10 kbp ? Vous souhaitez produire des lentivirus concentrés ? ou tout simplement … vous avez des clonages à réaliser et vous voulez nous les confier pour pouvoir vous concentrer sur la science ! CIGEx, versant « Biologie Moléculaire » possède tous les outils et les compétences pour mettre en œuvre les technologies appropriées pour répondre à toutes vos demandes. Nous profitons également des projets déposés pour élaborer de nouveaux vecteurs venant enrichir notre librairie de plasmides dont certains ont été publiés et que nous mettons à disposition sur demande. En savoir plus ? Salim et al., Analytical Biochemistry 2016.

Aussi, vous voulez faire des tests fonctionnels sur vos protéines d’intérêt ou vous souhaitez connaître la structure cristallographique de vos complexes de protéines mais vous n’avez pas l’environnement ou les compétences pour les exprimer et les purifier ? Vous recherchez une expertise pour purifier vos protéines en espérant gagner du temps et de l’argent ? Vous voulez tester rapidement des interactions protéine-protéine pour répondre à un collaborateur ? CIGEx, versant « Biochimie des protéines » choisira le système d’expression et les supports les mieux adaptés pour répondre à vos demandes.

Nous avons récemment rencontré toutes ces situations qui ont enrichi notre offre et qui nous servent aujourd’hui de carte de visite !

▪ Nous avons pu cloner séquentiellement en 6 semaines un gène de 10257 bp.

▪ Nous avons remplacé une séquence par une autre dans un plasmide de 10 kbp en absence de sites de restriction proches de cette séquence en 3 semaines.

▪ Nous sommes capables d’ajouter des séquences respectant la phase de lecture à des gènes clonés même présentant un codon stop que nous éliminons et ce en 2 semaines.

▪ Nous avons généré 30 constructions présentant une mutation ponctuelle différentes en 3 semaines, pour un crible génétique.

▪ Nous avons réalisé des mutations ponctuelles sur un plasmide de près de 16 kbp en 2 semaines.

▪ Nous avons inversé l’orientation de 8 séquences et cloné 8 hybrides de primers en moins de 4 semaines (et ceci pour un article en révision qui à présent est accepté pour publication ! En savoir plus ? Assouvie et al., PLOS Genetics 2020.

▪ Nous avons aussi réalisé de nombreux tests d’interaction protéine-protéine, en particulier sur des protéines difficiles à exprimer ! En savoir plus ? Lebraud et al., Nucleic Acids Research 2020.

▪ Nous avons purifié et purifions de nombreuses protéines recombinantes de différentes espèces (murines, de levure, humaines, …) en utilisant les outils adéquats.

Plusieurs équipes extérieures au CEA de Fontenay-aux-Roses viennent et reviennent chercher notre expertise en biologie moléculaire et/ou pour l’expression et la purification de protéine(s) alors qu’elles ont accès à d’autres plates-formes plus proches de leur laboratoire. Alors, vous aussi, n’hésitez pas à nous contacter et à soumettre vos demandes et nous élaborerons ensemble la stratégie la plus adaptée pour réaliser votre projet !

Contact : Didier Busso (didier.busso@cea.fr)

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La Cellule d’Ingénierie Génétique et d’Expression (CIGEx) propose différentes prestations couvrant les étapes de (1) biologie moléculaire pour le clonage des gènes d’intérêt, pour la mutagenèse, pour l’ingénierie génétique, (2) biochimie des protéines (pour l’expression de protéines recombinantes dans différents systèmes comme la bactérie ou les cellules d’insectes infectées par des baculovirus, pour des tests d’interaction protéine-protéine, pour la purification à homogénéité de protéines recombinantes), (3) design et clonage des ARNg pour les expériences de CRISPR/Cas9, (4) préparation de banques pour le séquençage haut-débit, et (5) production de lentivirus. Par ailleurs, CIGEx a implanté ses activités avec le but de (1) fournir des outils et des technologies adaptées et efficaces, (2) fournir un contrôle qualité et une base de données pour collecter l’ensemble des données expérimentales générées à chaque étape d’un projet, (3) fournir un environnement technologique aux utilisateurs, et (4) fournir une formation aux chercheurs et aux étudiants. Enfin, CIGEx offre accès, sous certaines conditions, à différentes ressources comme : (1) une banque de souches bactériennes pour le clonage et pour l’expression de protéines recombinantes, (2) une banque de plasmides pour le clonage et pour l’expression de protéines dans différents systèmes (bactérie, levures, cellules d’insecte, cellules mammifères), (3) une banque d’enzymes de restriction, d’enzymes de modification et de polymérases, (4) une banque de cartes de plasmide et des vecteurs construits (sous DNA-Star/Lasergene 14).

A propos de l’IRCM. L’Institut de Radiobiologie Cellulaire et Moléculaire (IRCM) est un institut de recherche unique en Europe et qui a une reconnaissance internationale en radiobiologie, radiothérapie, stabilité du génome, cancer et régénération tissulaire. S’appuyant sur la créativité et la prise de risque des chercheurs et sur des plates-formes technologiques de pointe, l’IRCM a développé une recherche fondamentale sur des organismes modèles, une recherche sur les pathologies humaines et leurs traitements et une recherche associée au développement industriel.

Les plantes, par leur caractère plastique et leur grande réactivité aux conditions environnementales, présentent de larges variations phénotypiques pour un génotype donné. Ainsi la caractérisation fine des relations entre génotype et phénotype nécessite souvent l’observation et la caractérisation de grandes populations de plantes. Pour être performant, ce phénotypage doit s’effectuer à plusieurs niveaux (méthylome, transcriptome, protéome, métabolome), un objectif ambitieux, qui est à l’origine de la création en 2011 de l'Observatoire du Végétal. Adossé à l’Institut Jean-Pierre Bourgin (IJPB UMR 1318 INRAE/AgroParisTech/UPSaclay) et géographiquement localisé sur le Centre INRAE IdF Versailles-Grignon, l'Observatoire du Végétal est un ensemble de ressources dédiées au phénotypage multi-niveaux des plantes, permettant notamment la description et la caractérisation d’un même individu par plusieurs méthodes d’investigations parallèles. L’Observatoire du Végétal comprend le Centre de Ressources Biologiques (CRB) Arabidopsis et cinq plateformes : cytologie et imagerie végétale, chimie-métabolisme (voir aussi son FOCUS PLATEFORME déjà publié), biochimie des protéines, phénotypage haut-débit (phenoscope) et culture de plantes (l’objet de ce FOCUS PLATEFORME).

La plateforme IJPB / Observatoire du Végétal - Culture de Plantes permet, par sa surface de culture importante et grâce à un personnel qualifié et dédié, la production de plus de 50 000 plantes par an. De nombreux types de culture sont maitrisés et peuvent être mis en œuvre : sur substrat inerte comme le sable pour des expériences de nutrition minérale, en hydroponie ou aéroponie (cultures des plantes dans un substrat liquide ou dans une brumisation de solution nutritive). Une grande variété de climats peut être également mise en œuvre en chambres de culture en paramétrant l’intensité et la durée d’éclairement ou la température et l’hygrométrie, ce qui permet de mimer toute une palette de variations climatiques et par exemple d’observer les réactions des plantes dans les conditions futures de notre environnement. Par ailleurs, des installations de serres et chambres de cultures en conditions de bio-sécurité S3 permettent de réaliser des expérimentations sur des agents biologiques bénéfiques ou pathogènes (virus, champignons comme la rouille du Blé, bactéries). Une des caractéristiques de cette plateforme est donc sa surface de culture importante dans des conditions de bio-sécurité permettant la production de plantes mutagénisées ou transformées, que ce soit pour des espèces modèles comme Arabidopsis ou Brachypodium (modèle de céréales) ou cultivées. Nous avons ainsi produit une collection de plusieurs milliers de Brachypodium pour une société allemande et plusieurs collections d’Arabidopsis mutagénisées à destination de laboratoires académiques pour des cribles génétiques.

Cette plate-forme représente ainsi un outil précieux pour la production de matériel végétal de qualité pour notre Institut, mais aussi la communauté scientifique locale et nationale, en permettant la réalisation de projets scientifiques originaux et ambitieux.

Contact : Hervé VAUCHERET (herve.vaucheret@inrae.fr) / Christian MEYER (responsable Observatoire du Végétal, christian.meyer@inrae.fr).

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La plateforme IJPB / Observatoire du Végétal - culture de plantes permet la production et le suivi de cultures en conditions contrôlées et en serre, avec une possibilité d’accéder à des installations de quarantaine et de bio-sécurité de type S3. La plateforme dispose ainsi de 3500 m2 de serres de bio-sécurité S2 (15 serres) ou S3 (1 serre) et d’environ 350 m2 de chambres de culture (une trentaine d’enceintes climatisées) où le climat (lumière, durée du jour, hygrométrie…) est entièrement paramétrable. La plateforme peut également accueillir des organismes de quarantaine après agrément et est capable de produire plusieurs dizaines de milliers de plantes par an. Cette plateforme est intégrée dans le réseau d’infrastructures du LabEx SPS (www6.inra.fr/saclay-plant-sciences/Infrastructures) et fait partie du réseau de serres expérimentales de l’Université Paris-Saclay (RéSEPS). La plateforme fournit un accès à une gamme d'équipements de culture végétale et à une expertise reconnue en culture de plantes. Toutes les espèces végétales peuvent être accueillies que ce soit pour des laboratoires académiques (production de collection de plantes mutagénisées, culture à façon, phénotypage,…) ou privés (expériences de fertilisation minérales, tests de produits phytosanitaires et pathogènes,…).

Le CEA et Siemens Healthineers ont récemment signé un accord de licence non exclusive qui concède à la multinationale des droits d’exploitation sur les «  kT-points® »- un procédé innovant développé à Neurospin (Institut Joliot, CEA, Centre de Saclay, Gif-sur-Yvette) et améliorant sensiblement la qualité des images acquises par résonance magnétique (IRM) à très haut champ (7T et plus). Retour sur une success-story à porter au crédit de NEUROSPIN / imagerie in vivo chez l'homme, ex vivo et in vitro, IRM 7T, plateau opérant un équipement unique sur Paris-Saclay et rare en France (un IRM Magnetom 7T, Siemens Healthineers) par la valeur nominale de son champ magnétique mais aussi sa configuration actuelle*.

L’imagerie par résonance magnétique (IRM) est l’examen de référence pour détecter des pathologies cérébrales et sert régulièrement dans le diagnostic d’autres pathologies (neuromusculaires, abdomino-pelviennes…). L’arrivée récente sur le marché d’appareils à très haut champ (7 Tesla, contre 3 Tesla dans la plupart des services de radiologie hospitaliers privés comme publiques) suscite un grand intérêt en recherche clinique. En effet, l’augmentation du champ augmente le rapport signal-sur-bruit des images, ce qui se traduit, moyennant des adaptations de séquences d’acquisition, par une augmentation de la résolution spatiale, porteuse d’informations supplémentaires pour déceler des signes révélateurs de maladies…. Néanmoins ce bénéfice est contrebalancé par des contraintes techniques nouvelles et l’apparition d’artéfacts spécifiques liés à ces hauts champs. Pour capter la résonance des protons de l’eau dans le corps humain, la fréquence de l’onde radiofréquence (RF) transmise doit augmenter avec le champ principal. Quand la longueur d’onde (lambda ~ 12 cm à 7T) devient inférieure à la taille des organes observés, le champ RF transmis n’est plus homogène, et l'excitation des spins paramétré par l'angle de bascule de l’aimantation n’est plus uniforme, si bien que le signal ou le contraste peuvent être perdus à certains endroits de l'image (cf illustration, images du haut, zones pointées par les flèches rouges).

La technologie « kT-points® », brevetée il y a 10 ans ** par Alexis Amadon (NeuroSpin / Baobab) et son doctorant (Martijn Cloos), introduit de petites impulsions de gradients du champ principal intercalées entre de courtes impulsions RF de sorte qu'à l'issue de leur séquence, l’excitation est uniforme dans tout le volume d'intérêt. Ceci permet d'homogénéiser le signal et le contraste dans l'organe observé, comme démontré sur les images de cerveau à 7T ci-dessus (cf illustration, images du bas, zones pointées par les flèches vertes).

Le transfert de cette technologie à Siemens Healthineers – actuellement le seul constructeur autorisé en Europe et aux Etats-Unis (marquage CE et agrément de la FDA - Food and Drug Administration) à commercialiser des IRM 7T – lui permettra d’inclure les méthodologies et procédés développés par le CEA / Neurospin à la palette de séquences d’acquisition qu’il propose déjà sur ses imageurs, renforçant son positionnement et son leadership industriel d’une part, sans oublier une amélioration du service rendu aux patients.

* l’IRM 7T (Magnetom, Siemens Healthineers) en place sur le plateau technique NEUROSPIN / imagerie in vivo chez l'homme, ex vivo et in vitro, IRM 7T comporte le système de gradient le plus puissant installé à cette intensité de champ magnétique (Gmax 100mT/m ; slewrate 200T/m/s). Il dispose d’un système de transmission parallèle avec 8 canaux d’émission (1kW/canaux) et permet de faire de l’imagerie de noyaux autres que l’hydrogène (ex : lithium, phosphore, sodium).

** Alexis Amadon et al., Method and apparatus for compensating for B1 inhomogeneity in magnetic resonance imaging by nonselective tailored RF pulses, WO 2011/128847, accordé en Europe, Chine, Corée du Sud, Japon, et Etats-Unis.

Contact : Alexis Amadon (alexis.amadon@cea.fr) et Alexandre Vignaud (alexandre.vignaud@cea.fr)

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NEUROSPIN / Imagerie in vivo chez l'homme, ex vivo et in vitro, IRM 7T : Technologie : Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) à ultra haut champ 7 Tesla. Recherche fondamentale et appliquée sur le cerveau chez l’homme Offre : Gestion de protocoles de recherche biomédicale d’imagerie, recrutement de volontaires sains, acquisition de données d'imagerie in vivo de cerveau chez l’homme ou in vitro de pièces anatomiques, développement et mises en place de séquences IRM (IRM anatomique, IRM de diffusion, spectroscopie RMN, IRM fonctionnelle) analyse et traitement de données d'imagerie.

A propos de NeuroSpin. Neurospin est une infrastructure de recherche sur le cerveau exploitant des grands instruments d'imagerie. NeuroSpin offre à la communauté scientifique publique et privée la possibilité de faire progresser la connaissance du cerveau, et particulièrement du cerveau humain, en proposant un accès à des méthodologies de pointes en imagerie cérébrale et en neuro-informatique. NeuroSpin développe et met à la disposition de la communauté des instruments uniques, notamment en imagerie très haut champs et dans le domaine des big data. Cette offre s'inscrit dans le cadre des missions spécifiques de NeuroSpin qui sont : i) analyser les fonctions du cerveau humain, leur développement dans l'enfance, et l'impact de la culture et de l'éducation ; ii) identifier les marqueurs et les mécanismes de maladies neurologiques, psychiatriques et neurodéveloppementales ; iii) comparer le cerveau humain et celui d'autres espèces animales ; développer et tester des méthodes d'imagerie à toutes les échelles d'observation : par résonance magnétique (IRM), par électro- et magnéto-encéphalographie (EEG et MEG), et par électrophysiologie massivement parallèle ou l'imagerie photonique et v) développer des logiciels spécialisés dans le traitement et la modélisation des grands jeux de données en neuroimagerie.

A propos de Joliot : L’Institut des sciences du vivant Frédéric Joliot (CEA-Joliot) étudie les mécanismes du vivant pour, à la fois, produire des connaissances et répondre à des enjeux sociétaux au cœur de la stratégie du CEA : la santé et la médecine du futur, le numérique et la transition énergétique. Les travaux, fondamentaux ou appliqués, reposent sur des développements méthodologiques et technologiques. Ces derniers sont conduits sur des plateformes techniques de premier plan, pour la plupart labélisées IBiSA ou intégrées dans des infrastructures nationales en biologie et santé (INBS) : France Life Imaging (imagerie biomédicale), FRISBI (biologie structurale intégrée), MétaboHUB (métabolomique) et NeurATRIS (recherche translationnelle en neurosciences). Les collaborateurs du CEA-Joliot sont pour moitié impliqués dans des unités mixtes de recherche (UMR), en partenariat avec les autres organismes de recherche français (CNRS, Inrae, Inria, Inserm) et les universités, en particulier l’Université Paris-Saclay. Le CEA-Joliot est implanté principalement sur le centre CEA-Paris-Saclay. Des équipes travaillent également à Orsay, Marcoule, Caen, Nice et Bordeaux.

La Plateforme de mesures d'Interactions Macromoléculaire (PIM) fait partie intégrante de l’Institut de Biologie intégrative de la Cellule (I2BC, Gif-sur-Yvette) et propose l’accès à différents appareils de microcalorimétrie dont deux appareils de dernière génération : l’auto MicroCal PEAQ-DSC® (Differential Scanning Calorimeter, Malvern Panalytical) dédié aux mesures de stabilité thermique des protéines seules ou en complexe avec un ligand et le MicroCal PEAQ ITC® (Isothermal Titration Calorimeter, Malvern Panalytical) dédié aux mesures d’interactions macromoléculaires.

Exemple choisi d’application de ces technologies et expertises ! Pseudomonas aeruginosa est une bactérie pathogène responsable de très nombreuses infections chez l’homme. Le fer est indispensable à la survie de cette bactérie qui possède plusieurs systèmes de transport de ce métal, l’un d’eux impliquant la protéine FpvC. La compréhension des mécanismes de transport chez P. aeruginosa est cruciale pour la recherche de nouveaux antibiotiques. Dans une étude récente menée en collaboration avec l’équipe de Solange Moréra (I2BC), l’auto PEAQ DSC nous a permis de montrer que la protéine FpvC avait une affinité pour le fer mais également pour d’autres ions métalliques (voir Figure). L’augmentation de la stabilité thermique des complexes protéine/ligand (déplacement du pic vers de plus hautes températures) nous renseigne sur la force de l’interaction. Par la suite, des mesures par ITC, nous ont permis de quantifier ces interactions en déterminant les stœchiométries et les constantes de dissociation. L’ensemble de ces travaux a permis de décrire et de caractériser un nouveau mode de fixation du fer chez ce transporteur. En savoir plus ? Vigouroux A et al, FEBS J. 2019.

Au moyen de nombreuses technologies (Microcalorimétrie, SEC MALS, Ultracentrifugeuse analytique, Microscale Thermophoresis, Thermal Shift Assay, SwitchSense), PIM se consacre à l'étude de la stabilité des protéines et à la caractérisation des interactions macromoléculaires. Elle offre une variété de possibilités aux utilisateurs / clients sous forme d'accès libre, de services ou de collaborations. N’hésitez pas à nous contacter !

Contact : Magali Aumont-Nicaise (magali.aumont-nicaise@i2bc.paris-saclay.fr); Michel Desmadril (Michel.Desmadril@i2bc.paris-saclay.fr) ; Stéphanie Marsin (Stephanie.Maesin@i2bc.paris-saclay.fr)

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La Plateforme de mesures d'Interactions Macromoléculaire (PIM) de l'I2BC offre un large éventail d'équipements et d'expertises en biochimie et biophysique pour réaliser des mesures de contrôles qualités ainsi que des analyses fonctionnelles d'échantillons de protéines : microcalorimétrie, ultracentrifugation analytique (UCA), MST, SEC-MALS, SPR, Switch Sense. Les prestations offertes par la plateforme concernent : 1) La caractérisation biophysique de protéines ou de complexes biologiques (SEC-MALS, UCA), 2) L’analyse d’interactions biologiques (ITC, SwitchSense, MST), 3) L’analyse de la stabilité des macromolécules et des complexes biologiques, dont aide à la formulation (DSC, DSF, Tycho). Les appareils sont mis à disposition de l’ensemble des laboratoires de l’Université Paris-Saclay, des autres laboratoires académiques ainsi qu’aux industriels. Cette plateforme fait partie du pôle des plateformes de Biologie Structurale de l’I2BC qui comprend : i) les plateformes de Cristallisation, RMN, CryoEM, Mesures d'Interactions Macromoléculaires, et ii) les plateaux techniques d'expression de protéines solubles ou membranaires en levures, expression des protéines en cellules d'insectes et bioinformatique structurale.

La plateforme Anaxem de l’Institut Micalis (INRAE, Jouy-en-Josas) propose, à la communauté scientifique académique comme industrielle de Paris-Saclay, des animaux axéniques (dépourvus de microbiote ou à microbiote contrôlé) et les équipements nécessaires pour étudier le dialogue entre les microbiotes commensaux et leur hôte.

Exemple choisi d’une collaboration récente avec l’équipe dirigée par le Dr. Olivier Lantz, de l’Unité INSERM U932 – Immunité et Cancer à l’Institut Curie, sur le dialogue entre le microbiote intestinal et le système immunitaire, ou comment le microbiote intestinal contrôle le développement d’une population de lymphocytes T, les cellules MAIT (Mucosal-associated invariant T cells), sur leur lieu de production, le thymus. Si l’on sait que le microbiote intestinal (MI) est nécessaire à la maturation et au fonctionnement du système immunitaire (SI), les mécanismes sous-jacents sont encore loin d’être complètement élucidés. Pour étudier le rôle du MI dans le développement des cellules MAIT, des souris axéniques ont été hébergées en compagnie de souris SPF (Specific Pathogen Free), et leur thymus analysé sur une période donnée. Résultats ? La population de cellules MAIT a augmenté dans le thymus des souris initialement axéniques au fur et à mesure de leur colonisation microbienne, pour atteindre en 2 semaines un nombre comparable à celui du thymus des souris SPF. La suite a montré que ce développement dépend d’un intermédiaire métabolique, le 5-OP-RU (5-(2-oxopropylideneamino)-6-D-ribitylaminouracil), produit par certaines bactéries intestinales lors de la synthèse de riboflavine (vitamine B2). Des souris axéniques ont été colonisées avec des souches d’Escherichia coli génétiquement manipulées sur cette voie de synthèse. Les cellules MAIT se sont développées dans le thymus des souris colonisées avec la souche ΔRibE (délétion génétique en aval de la production de 5-OP-RU), mais pas dans celui des souris colonisées avec la souche ΔRibD (délétion en amont). Chez ces dernières, une injection de 5-OP-RU permettait d’obtenir un résultat identique à celui des souris "ΔRibE". Ces travaux enrichissent la compréhension du dialogue entre le MI et le système immunitaire. Plus généralement, ils illustrent les capacités du MI à influencer, via la production de métabolites circulants, le fonctionnement d’organes situés à distance du tube digestif. En savoir plus ? Legoux et al, Science 2019.

MICALIS / Animalerie axénique (Anaxem). L'installation expérimentale Anaxem est une animalerie de rongeurs et oiseaux sans microbiote (axéniques) ou à microbiote contrôlé, maintenus en isolateurs. Elle propose aux équipes de recherche de l'Institut Micalis, d'INRAE et d'autres organismes (académiques et privés), les animaux, les infrastructures et l'assistance technique pour mener des protocoles expérimentaux dédiés à l'étude du dialogue entre les microbiotes commensaux et leur hôte.

Contact : Sylvie rabot (sylvie.rabot@inrae.fr)

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A propos de l’Institut Micalis. Micalis est une unité mixte de recherche (UMR) associant l’INRA et AgroParisTech et faisant partie de l’Université Paris-Saclay (UPSaclay). Sa mission est le développement de recherches novatrices dans le champ de la « Microbiologie de l’Alimentation au service de la Santé ».

ICP / SpICy (Spectro-Imagerie et Cytométrie) est une plateforme hébergée à l’Institut de Chimie Physique (ICP) de l’Université Paris-Saclay (Campus Orsay, bat. 350) et opérant un ensemble d’équipements (microscopes, cytomètre) permettant diverses études de spectro-analyses et de spectro-imageries cellulaires en fluorescence UV-visible. Ci-dessous, deux exemples choisis de réalisations récentes sur cette plateforme unique !

L'ombre des nanos… Les nanoparticules ont une forte capacité d'interagir avec des cellules vivantes, voire d'entrer dans les cellules. Cette capacité peut être exploitée afin de véhiculer des molécules à visée thérapeutique ou diagnostique, bien que les mécanismes de ces interactions molécule-cellule ne soient que partiellement compris. L'entrée de particules dans des cellules vivantes peut être étudiée à l'aide de particules marquées avec un fluorochrome. Cependant, la modification chimique de ces nanoparticules risque d'altérer les propriétés de surface de ces particules et potentiellement leur interaction avec les cellules et leur destination intracellulaire. Récemment, des chercheurs de l'ICP, sur la base du cytomètre en place sur SpiCy, ont développé une méthode pour quantifier l'entrée de nanoparticules non-modifiées dans des cellules par cytométrie en flux : elle se base sur la diffusion de lumière à angle droit (side scatter, SSC) – le reflet de la granulosité des cellules - avec des valeurs augmentées en présence de nanoparticules (cf illustration gauche). Dans ce cas, c’est la modularité du cytomètre Partec, et notamment le fait de pouvoir changer les chemins optiques de l'équipement afin de mesurer le SSC avec un laser à 635 nm au lieu d'un laser habituel de 488 nm (s’affranchissant ainsi de l’absorption des nanoparticules utilisées) qui a été déterminant !

Regard sur les protéines flexibles… Un grand nombre de protéines sont constituées de domaines ayant une structure stable mais liés entre eux par des régions intrinsèquement flexibles. Ces protéines adoptent de multiples conformations et sont très difficiles à caractériser avec des approches comme la diffraction des RX, la RMN ou la CryoEM. Récemment, des chercheurs de l'ICP ont combiné des approches de microscopie FRET-FLIM et FCCS dans des cellules vivantes pour l’étude structurale et quantitative de complexes composés de protéines multi-domaines. La NADPH oxydase des cellules immunitaires produit des formes réactives de l'oxygène pour détruire des microorganismes. Cet enzyme est composé de 2 sous-unités membranaires, de la protéine Rac et de trois sous-unités cytosoliques, p40phox, p47phox et p67phox. Ces 3 dernières forment un complexe avant activation. Un marquage de ces 3 protéines par des protéines fluorescentes a permis de les suivre dans des cellules vivantes par microscopie et d’étudier leurs interactions. Les mesures de FRET-FLIM réalisée avec BIFLUOR – équipement en place sur SpiCy – ont relevé des informations critiques sur les distances entre les N- et C-termini de ces protéines. Utilisant ces résultats ainsi que toutes les données structurales disponibles (RX, RMN et SAXS pour domaines structurés de p47phox et p67phox), un nouveau modèle tridimensionnel de l’ensemble du complexe cytosolique a été développé. Ce modèle présente un complexe allongé formé de deux parties séparées par une charnière flexible (cf illustration droite). En savoir plus ? Ziegler et al, J Biol Chem 2019.

Contacts : Elodie Hudik (elodie.hudik@universite-paris-saclay.fr) & Oliver Nüsse (oliver.nusse@universite-paris-saclay.fr)

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ICP / SpICy. La plateforme SpICy réunit un ensemble de microscopes et un cytomètre multi laser permettant diverses études de spectro-analyses et spectro-imageries cellulaires, en fluorescence UV-visible. Certains de ces appareils fonctionnent en mode service, les autres sont en accès collaboratif ou à la demande. Le cytomètre en flux permet l’analyse à haut débit des propriétés spectrales et morphologiques de cellules individuelles de 0,5 à 100 µm environ. Il permet une caractérisation multiparamétrique des propriétés de fluorescence de populations cellulaires (4 lasers, 8 paramètres). BIFLUOR est un microscope confocal à balayage équipé pour l’imagerie des déclins de fluorescence (FLIM-TCSPC), combinée à des images d’intensité par caméra et à un spectromètre fibré pour l’analyse des spectres d’émission. Il est utilisé notamment pour des applications d’imagerie FRET en cellule vivante. La plateforme SpICy intègre également deux microscopes plein champ à fluorescence permettant des analyses multicouleurs (Flora) et des analyses des spectres d’excitation (Mona). Ces microscopes sont équipés pour la vidéo microscopie à température ambiante ou à 37°C. Le laboratoire dispose de l’ensemble des infrastructures nécessaires à la manipulation de cellules procaryotes et de mammifères (laboratoire de culture de niveau L2 et autoclave notamment). Le personnel de l’Institut de Chimie Physique aide à la mise en place de protocoles et d’analyses sur ces instruments.

Le tritium est considéré comme un traceur radioactif de choix pour étudier l’interaction d’une molécule avec le vivant. Dans le domaine de la recherche pharmaceutique, les candidats médicaments tritiés sont notamment utilisés pour caractériser les récepteurs à l'aide de tests de liaison aux radioligands, mais aussi pour fournir des informations qualitatives et quantitatives sur la distribution et la pharmacocinétique de ces futurs médicaments, et élucider leur profil métabolique. Par contre, disposer de la molécule marquée ne suffit pas toujours, encore faut-il que son activité molaire (la quantité de radioactivité par molécule) soit élevée : typiquement supérieure à 20 Curies par millimole.

Les méthodes permettant d'incorporer des atomes de tritium dans une molécule souhaitée sont certes nombreuses, mais parmi elles, l'échange d'isotopes d'hydrogène est clairement la plus intéressante : on parle de marquage isotopique, et concrètement le procédé consiste à substituer des hydrogènes de la molécule d’intérêt par des atomes de tritium, réduisant ainsi les coûts et le temps consacrés à la synthèse des composés marqués mais aussi la génération de déchets radioactifs.

Dans ce contexte, les recherches menées au sein du service de chimie bioorganique et de marquage (CEA-Institut Joliot, département médicaments et technologies pour la santé, CEA Paris-Saclay et UPSaclay, Gif-sur-Yvette) et en tout particulier sa plateforme de marquage isotopique ont permis de développer tout récemment une méthode de marquage isotopique permettant l’incorporation de tritium via un catalyseur disponible commercialement et stable à l’air. Par rapport aux méthodes précédemment décrites dans la littérature, cette technologie se distingue non seulement par l'utilisation d'un catalyseur facile à manipuler, mais aussi par son champ d’application très large, permettant le marquage de nombreuses sous-structures récurrentes dans les produits d’intérêt pharmaceutique d’une part, et une compatibilité inégalée avec des groupes fonctionnels dits fragiles (halogène, ou nitrile par exemple) d’autre part. Enfin, cette technologie innovante offre la possibilité de marquer des positions (au sein d’une même molécule) connues pour être difficilement accessibles par les méthodes existantes et conduit aussi, cerise sur le gâteau, à une incorporation d'isotopes sur plusieurs sites de la molécule permettant la production, en une seule étape de synthèse, de molécules complexes à très forte teneur en tritium (activité molaire grimpant jusqu’à 122 Ci/mmol). L’illustration ci-dessus fait référence au Tadalafil (Cialis®, Adcirca®, Eli Lilly), un inhibiteur sélectif et réversible de la phosphodiestérase de type 5 (PDE5), spécifique de la guanosine monophosphate cyclique (GMPc). Il est métabolisé par l'isoenzyme CYP 3A4 du cytochrome P450, ce qui est à l'origine de nombreuses interactions médicamenteuses, et ce composé a été marqué au tritium sur la plateforme de marquage isotopique avec une activité molaire de 28 Curies par millimole.

Nul doute que ce procédé trouvera rapidement sa place dans les laboratoires dédiés à la synthèse de molécules tritiées, académiques comme industriels, et contribuera efficacement au développement du médicament au sens large, mais trouvera aussi des applications en agroscience ou écotoxicologie.

En savoir plus sur ce procédé particulier ? Daniel-Bertrand M. et al., Angew. Chemie Int. Ed. 2020

En savoir plus sur l’échange isotopique de l’hydrogène via des nanocatalyseurs ? Lepron M. et al., Acc. Chem. Res. 2021

La plateforme de marquage isotopique du CEA / Paris-Saclay (Institut Joliot, Département Médicaments et Technologies pour la Santé, Service de Chimie Bioorganique et de Marquage, Gif-sur-Yvette) est unique sur le territoire Paris-Saclay. Forte de son expertise dans la préparation (synthèse, contrôle de qualité) et formulation de molécules marqués, elle assure régulièrement des prestations et collaborations, académiques comme industrielles, dans le domaine du (radio)marquage moléculaire. Elle offre également à la demande, son expertise et environnement unique de travail (laboratoires « chauds », équipements dédiés) pour l’analyse et la caractérisation d’échantillons radioactifs : mesure de puretés chimique et radiochimique par HPLC, détermination d'enrichissements isotopiques et d'activités spécifiques par SM, analyse et détermination structurale par RMN liquide comme solide, mesure d’activités radioactives par comptage à scintillation.

Contact : Gregory Pieters (gregory.pieters@cea.fr)

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A propos de l’Institut des sciences du vivant Frédéric Joliot : L’Institut des sciences du vivant Frédéric Joliot (CEA-Joliot) étudie les mécanismes du vivant pour, à la fois, produire des connaissances et répondre à des enjeux sociétaux au cœur de la stratégie du CEA : la santé et la médecine du futur, le numérique et la transition énergétique. Les travaux, fondamentaux ou appliqués, reposent sur des développements méthodologiques et technologiques. Les collaborateurs du CEA-Joliot sont pour moitié impliqués dans des unités mixtes de recherche (UMR), en partenariat avec le CNRS, l'INRAE, l’INRIA, l'Inserm, l’Université Paris-Saclay et l’Université de Paris. Le CEA-Joliot est implanté principalement sur le centre CEA-Paris-Saclay. Des équipes travaillent également à Orsay, Marcoule, Caen, Nice et Bordeaux.

TEFOR Paris-Saclay coordonne le réseau EFOR (Etudes Fonctionnelles chez les ORganismes modèles), et organise chaque année un séminaire dont l’objectif est d’animer la communauté de chercheurs travaillant dans le domaine des recherches fonctionnelles sur les organismes modèles animaux et végétaux.

Il se tiendra cette année en version virtuelle les 10 et 11 Mai 2021. Les inscriptions (gratuites, mais obligatoires) sont ouvertes !

Plus d’informations et lien permettant de s’inscrire ? https://efor.fr/seminaire-annuel-2021/

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Aperçu du programme :

Journée 1 (10 Mai 2021) : trois sessions scientifiques et technologiques (approche transversale multi-modèles)

- Session "Reduce, Refine, Replace" *

- Session "New technologies in genome editing"

- Session "Global changes"

* cette session d'une journée, co-organisée avec l'infrastructure CELPHEDIA, se focalisera sur les modèles souris, primates non-humains, poissons et organoïdes.

Journée 2 (11 Mai) : six sessions dédiées à l'étude d'un organisme ou groupe d'organismes modèles en particulier

- Session Souris

- Session Poisson-zèbre

- Session Métazoaires marins

- Session Arthropodes

- Session Plantes

- Session Algues

Contact : Vincent Jourdain (vincent.jourdain@cnrs.fr)

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TEFOR Paris-Saclay (UMS TPS). L’unité mixte de services TEFOR Paris-Saclay (UMS TPS), créée en 2019, met à disposition son expertise des organismes modèles aquatiques pour proposer une gamme de services innovants et promouvoir l’utilisation de ces modèles en recherche fondamentale et appliquée. Les modèles aquatiques développés par TEFOR Paris-Saclay sont les poissons, en particulier le poisson-zèbre, et les xénopes. TEFOR Paris-Saclay propose à la communauté scientifique une gamme de services étendue : hébergement d’animaux, production de lignées d’intérêt par édition du génome, phénotypage par imagerie d’échantillons fixés de grande taille, ainsi qu‘un appui pour la gestion et l’analyse de ces données d’images. Afin d’être toujours en adéquation avec les besoins de la communauté, elle mène une forte recherche technologique multidisciplinaire. TEFOR Paris-Saclay est organisée en trois départements : i) la zootechnie (TPS-AQUA), qui gère l’animalerie aquatique et les services associés ; ii) la plateforme technologique TEFOR Core Facility (TPS-TCF), qui propose des services en édition du génome (CRISPR-Cas9, TPS-EDIT), phénotypage par imagerie tridimensionnelle (TPS-PHENO) et gestion des bases de données d’images 3D (TPS-INFO) ; iii) la cellule de coordination des affaires scientifiques (TPS-CCAS), qui orchestre la gestion administrative de la plateforme, mène des projets structurants pour et avec la communauté scientifique et établit les actions de communication pour promouvoir l’activité de services de TPS. La coordination du réseau EFOR, consistant en la mise à jour régulière du site web dédié et l’organisation d’un séminaire annuel, compte parmi ces actions structurantes pour la communauté que mène le TPS-CCAS. Les tutelles de TEFOR Paris-Saclay sont CNRS, de l’INRAE et de l’Université Paris-Saclay.

A propos du réseau EFOR. Le réseau EFOR, créé en 2008, a été mis en place afin de recenser les espèces animales et végétales fréquemment utilisées en recherche fondamentale, agronomique, environnementale ou biomédicale ainsi que les structures porteuses du développement de ces modèles d’étude en France.

La plateforme UBM (Ultra-bas bruit magnétique), cofinancée par la région Île-de-France, le CEA et différents industriels est destinée à la métrologie des capteurs magnétiques utilisés dans des domaines très variés, tels que la santé, l’automobile, l’énergie, et la sécurité. Installée à l’Orme des Merisiers, sur le site du CEA, et adossée au laboratoire Nano-Magnétisme et Oxydes (LNO) (Service de Physique de l’Etat condensé, UMR 3680, CEA / CNRS / Université Paris-Saclay, DRF / IRAMIS), cette plateforme est installée dans un bâtiment de 550 m² (Illustration A), entièrement construit en bois et sans aucun matériau magnétique, et contient des salles d’expérience, des bureaux et une salle de réunion. Dans sa configuration actuelle, cette plateforme peut être considérée comme unique au niveau Européen.

UBM (Ultra-bas bruit magnétique) dispose d’un certain nombre d’outils de caractérisation en champ et en température. La plateforme offre aussi la possibilité de tester des dispositifs dans un environnement magnétique très bien contrôlé. En effet, une chambre blindée magnétique une des plus performantes d’Europe, est disponible dans le bâtiment avec des niveaux de bruit descendant au-dessous du femto-Tesla (Illustration B). Les outils de cette plateforme sont utilisés par différents laboratoires académiques et industriels pour leurs développements de capteurs magnétiques – avec comme objectifs, une robustesse accrue et des sensibilités augmentées – mais aussi pour la caractérisation magnétique de leurs dispositifs. Par exemple, la mesure du magnétisme résiduel de l’enceinte qui servira pour la prochaine campagne de détermination du moment électrique du neutron a été réalisée dans cette chambre blindée. La plateforme dispose aussi d’une expertise reconnue dans le développement et la caractérisation de capteurs magnétiques. Récemment, un banc de caractérisation destiné aux magnétomètres terrestres permettant d’annuler le champ terrestre et de mesurer la réponse de capteurs dans un champ très contrôlé selon trois axes et à température variable a été installé.

Outre des applications en recherche fondamentale (la mesure de l’aimantation de grains de ferrite dans des météorites) ou tournées vers l’industrie (automobile, communications), le développement de capteurs intéresse fortement aussi les sciences de la vie, avec, par exemples, la détection de cellules, de bactéries ou de biomacromolécules (biomagnétisme) sans oublier l’imagerie médicale (magnétoencéphalographie et IRM à très bas champ).

Concernant la détection de cellules, de bactéries ou de biomacromolécules (biomagnétisme), deux approches sont aujourd’hui développées. La première dite dynamique consiste à labéliser les cibles recherchées par des anticorps très spécifiques et attachés à une bille magnétique submicronique en solution. La solution contenant ou non ces cibles circulent dans des canaux microfluidiques entourés de capteurs magnétiques ultrasensibles. Lorsqu’une cellule ou une bactérie d’intérêt passe, les nanoparticules créent un signal magnétique spécifique qui permet de compter ces cellules une par une. La sensibilité actuelle des capteurs magnétiques développés au laboratoire permet de détecter des nanoparticules magnétiques uniques. La seconde méthode dite statique consiste à utiliser des tests bandelettes où des nanoparticules magnétiques remplacent les colloïdes d’or habituellement utilisés. Une image magnétique de la bandelette est alors réalisée. Elle permet de déterminer de façon quantitative la distribution des nanoparticules le long de la bandelette remplaçant avantageusement la lecture visuelle de ces bandelettes.

Concernant l’imagerie médicale et tout particulièrement l’imagerie magnétique, la clef de la qualité d’image est la détectivité des capteurs utilisés pour réaliser celle-ci. Cela est particulièrement important pour la magnétoencéphalographie où les signaux magnétiques provenant de l’activité cérébrale se situe dans le domaine du femto-Tesla et pour l’imagerie par résonance magnétique (IRM) à très bas champ où la faiblesse des signaux doit être compensée par des capteurs entrant dans le domaine de détection de l’atto-Tesla. Actuellement, un système d’IRM à très bas champ (Illustration C) a été installé à Neurospin (Institut Joliot, DRF, CEA Paris-Saclay, centre de Saclay, Gif-sur-Yvette) et un second, destiné à l’imagerie du nouveau-né est en cours de fabrication sur notre plateforme.

Contact : Claude Fermon (claude.fermon@cea.fr)

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La plateforme Ultra Bas Bruit Magnétique (UBM) offre différents outils pour la caractérisation de capteurs magnétiques ou d'antennes basses fréquences comprenant entre autre une chambre magnétiquement blindée avec un bruit inférieur au femto Tesla par racine de Hz. Cette plateforme peut aussi servir pour la caractérisation magnétique d'objets ou leur imagerie magnétique. Elle contient en outre un système d'IRM à très bas champ.

« La biologie, la pharmacie et la chimie partagent une culture et des enjeux communs autour de la santé, et les collaborations entre ces trois disciplines sont naturelles. D’un point de vue scientifique, leur regroupement nous est apparu essentiel !» Cette volonté de Sylvie Retailleau est à l’origine de la création du pôle Biologie – Pharmacie – Chimie (BPC) de l’Université Paris-Saclay, actuellement en construction sur le plateau de Saclay (en savoir plus ?). C‘est dans cette optique que l'Institut de Chimie Moléculaire et des Matériaux d'Orsay (ICMMO) et l’unité mixte de service (UMS) Ingénierie et Plateformes au Service de l'Innovation Thérapeutique (IPSIT) emménageront dans de nouveaux bâtiments (site METRO) en 2022.

L’ICMMO et l’UMS-IPSIT, bien plus qu’une simple association … L’ICMMO et l’UMS-IPSIT souhaitent effectivement tirer parti du contexte BPC pour favoriser les collaborations entre les chercheurs et dans des domaines d’activités variés : la chimie pour la santé, l’environnement et l’énergie, la formulation et vectorisation de molécules d’intérêt thérapeutique, la compréhension du lien entre cible pathologique et médicament, la recherche clinique, l'analyse des métabolites des plantes (isolement, conception et synthèse de biomolécules) et enfin le développement analytique. L’IPSIT est une UMS (Inserm/Cnrs/UPSaclay) regroupant 11 plateformes technologiques, travaillant toutes dans le domaine de l’innovation thérapeutique au service des unités de recherche de la Faculté de Pharmacie et de l’UPSaclay, dont le Service d'Analyse des Médicaments et Métabolites (IPSIT / SAMM). L’ICMMO est une UMR (Cnrs/UPSaclay) en chimie, rassemblant neuf équipes de recherche soutenues par une plateforme instrumentale commune constituée de 11 services regroupés en 4 pôles – dont le service de spectrométrie de masse du pôle Analyses Moléculaires (ICMMO / MS-LCMS).

… une première plateforme commune : SM@BPC est née ! Au-delà de ce rapprochement géographique, L’ICMMO et l’UMS-IPSIT s’associent aussi dans la construction technologique et scientifique d’une nouvelle plateforme commune de spectrométrie de masse (SM) : SM@BPC ! Ce nouvel ensemble, basé sur l’association de 2 services – IPSIT / SAMM et ICMMO / MS-LCMS – proposera des technologies complémentaires, des concepts scientifiques innovants, et se propose de mettre en commun les compétences techniques et scientifiques de ses personnels. La nouvelle plateforme sera ouverte à tout l’écosystème Paris-Saclay, académique comme privé. S’appuyant sur les expertises existantes, SM@BPC proposera différentes prestations autour de la caractérisation structurale de molécules synthétiques ou naturelles, de la quantification de petites molécules en milieux biologiques complexes ainsi que du profilage lipidomique. En attendant l’emménagement dans le nouveau bâtiment, SM@BPC se construit au travers d’un projet d’acquisition d’équipements communs. Son ambition est de participer activement à l’avancement des activités de recherche afin de répondre aux grands enjeux sociétaux de demain dans les domaines de l’énergie, l’environnement et la santé. A bientôt sur Saclay !

SM@BPC versus SMaCS ? SM@BPC s’intègre naturellement dans une vaste opération de coordination et d’animation scientifique des plateformes de spectrométrie de masse pour la chimie et la santé sur Paris-Saclay (SMaCS), réseau en cours de construction et qui devrait prochainement faire l’objet d’un FOCUS PLATEFORME. A suivre donc !

Contact : Audrey SOLGADI (audrey.solgadi@universite-paris-saclay.fr), Danielle LIBONG (danielle.libong@universite-paris-saclay.fr) et Tanya INCEOGLU (tanya.inceoglu@universite-paris-saclay.fr)

Plug In Labs Université Paris-Saclay : IPSIT / SAMM et ICMMO / MS-LCMS

A propos du pôle Biologie – Pharmacie – Chimie (BPC) : L’Université Paris-Saclay a signé le 6 avril 2018 un contrat de partenariat public-privé avec la société de projet Platon Saclay, menée par Bouygues Construction, pour la conception, la réalisation et l’exploitation / maintenance du futur pôle Biologie – Pharmacie – Chimie (BPC) situé sur le plateau de Saclay. Cet ensemble immobilier d’environ 88 000 m², l’un des chantiers universitaires les plus importants de France, est un projet scientifique majeur pour l’Université Paris-Saclay. La livraison est prévue en avril 2022 après 12 mois de développement d’études et 36 mois de travaux, pour un montant de conception-réalisation de 283 millions d’euros. Le pôle Biologie – Pharmacie – Chimie s’installe sur deux lieux stratégiques : i) le « site Métro » qui, avec son architecture monumentale conçue par Bernard Tschumi (Agence BTuA), pour le Cœur de Pôle et les espaces d’enseignement, et l’agence Groupe-6 pour les locaux de recherche, s’étendra sur 74 000 m² (surface de plancher). Il accueillera la Faculté de Pharmacie de l’Université Paris-Saclay qui déménagera de Châtenay-Malabry, l’Institut de Chimie Moléculaire et des Matériaux d’Orsay (ICMMO – Université Paris-Saclay/CNRS) et les Masters de biologie et de chimie. Au total, ce sont 3 300 étudiants et 1 000 chercheurs-enseignants, personnels techniques et administratifs qui investiront ce site. ii) Le pôle s’installera aussi sur le site dit « IDEEV » qui s’étendra sur 14 000 m² supplémentaires (surface de plancher) et accueillera l’Institut Diversité Ecologie et Evolution du Vivant (IDEEV – Université Paris-Saclay/CNRS/INRAe/AgroParisTech/IRD).

Deuxième regard sur la banque génopolitaine d’ADN et de cellules dédiée aux maladies rares … un FOCUS PLATEFORME fruit d’un échange avec Safaa Saker-Delye, responsable de cette biobanque et Julien Picot, coordinateur des plateformes génopolitaines.

Créée et installée depuis 1990 sur le biocluster Genopole (Évry-Courcouronnes), la banque d'ADN et de cellules gère aujourd’hui une impressionnante collection : 408 000 échantillons (!) provenant de 88900 individus issus de 45055 familles concernées par 472 pathologies différentes dont 70 maladies neuromusculaires ! A ce titre, cette biobanque est l’une des plus importantes banques européennes de maladies génétiques rares. Les cellules et l’ADN stockés, d'une valeur inestimable pour l’AFM-Téléthon, ont déjà permis de localiser 98 gènes impliqués dans des pathologies dont 73 d’entre eux ont été identifiés.

Si l’activité première de Genopole / Banque d’ADN et de cellules reste l’extraction d’ADN, son contrôle de qualité et son stockage (voir à ce titre le précédent FOCUS PLATEFORME), cette biobanque se consacre aussi à deux autres activités :

La première est l’établissement de lignées lymphoblastoïdes. Ces dernières sont obtenues à partir de culots de lymphocytes, préparés par un gradient de Ficoll (en moyenne 2 culots à partir de 10 ml de sang) et en utilisant le virus d'Epstein-Barr (EBV) selon un protocole classique. Le délai minimal d'obtention d'une lignée est de 6 semaines. Un deuxième culot de lymphocytes est systématiquement préparé et conservé congelé dans l'azote liquide permettant ainsi une deuxième tentative d’immortalisation en cas d'échec. La conservation des ampoules de cellules est assurée avec le maximum de sécurité, dont une duplication systématique des lignées sur un autre site géographique. Plusieurs contrôles de qualité sont réalisés sur ces cellules comme par exemples : (1) le suivi du taux d’efficacité d’immortalisation ; (2) un test mycoplasme et (3) le contrôle de la production d’EBV et des tests des réactifs critiques « SVF... ».

La deuxième, quasi-historique, est l’établissement de cultures primaires à partir de biopsies de peau et de muscles. Tout comme les lignées lymphoblastoïdes, ces cultures sont aussi soumises à plusieurs contrôles qualité comme (1) la numération cellulaire avant congélation (pas moins de 1 million de cellules par cryotube) ; (2) le contrôle de la contamination par mycoplasmes ; (3) la viabilité lors de la décongélation et (4) le contrôle de la croissance lors de l’expansion cellulaire. Pour les myoblastes, à la demande du prestataire, un isolement des myoblastes peut être réalisé afin augmenter leur pureté en les sélectionnant positivement grâce l’antigène CD56 présent à leur surface et inexistant sur les fibroblastes. Ceci permet d’atteindre un taux de pureté supérieur ou égal à 99%.

Contact : Safaa Saker-Delye (saker@genethon.fr)

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Genopole / Banque d’ADN et de cellules. Depuis sa création en 1990, la banque d'ADN et de cellules est hébergée au sein de Généthon (laboratoire pionnier du biocluster Genopole, Évry-Courcouronnes), et se donne pour but de favoriser les avancées de la recherche en génétique en mettant à la disposition de la communauté scientifique des services de haute qualité d'une banque de cellules et de produits humains. Son objectif est de mettre en banque la mémoire des maladies génétiques et principalement des maladies neuromusculaires, et de donner aux équipes de chercheurs, toutes pathologies confondues, le matériel humain nécessaire à leurs travaux. La Banque d'ADN et de Cellules, labellisée Genopole, fonctionne comme un service à la disposition de l'ensemble de la communauté médicale et scientifique française et internationale. Une charte régit les rapports entre la plateforme et les personnes utilisant ses services et ce, dans le respect à la fois des principes éthiques présidant au recueil des produits humains, des dispositions législatives et réglementaires gouvernant l'activité de prélèvement, de traitement et de stockage desdits produits et des informations qui y sont associées. Financée par l’AFM-Téléthon, Généthon et Genopole, la banque d’ADN et de cellules est une plateforme nationale labellisée IBiSA et certifiée Afnor NFS 96-900 qui réalise des prestations de service en extraction et contrôle qualité de l’ADN, en culture de cellules et en stockage sécurisé. Par conséquent, ses principales activités sont i) la collecte du matériel biologique de familles atteintes de maladies génétiques ainsi que les données d'identification nécessaires au suivi des prélèvements, en garantissant l’anonymat des patients ; ii) le traitement des prélèvements pour les rendre disponibles à la communauté scientifique (extraire l'ADN, isoler le sérum et le plasma ; isoler des lymphocytes et établir des lignées lymphoblastoïdes B ; établir des cultures primaires de myoblastes et fibroblastes) ; iii) le stockage des échantillons pour les recherches à venir et rendre pérenne leur conservation dans les meilleures conditions ; et iv) la distribution des échantillons nécessaires pour les recherches en cours en respectant les principes et lois de bioéthique.

A propos de Genopole. Biocluster français dédié à la recherche en génomique et aux biotechnologies appliquées à la santé et à l’environnement, Genopole rassemble 83 entreprises de biotechnologies, 17 laboratoires de recherche, 26 plateformes technologiques, ainsi que des formations universitaires (université d’Evry, Paris-Saclay). Son objectif : créer et soutenir des entreprises de biotechnologies et le transfert de technologies vers le secteur industriel, favoriser le développement de la recherche dans les sciences de la vie, développer des enseignements de haut niveau dans ces domaines. Situé à Évry-Courcouronnes, Genopole, dirigé par Gilles Lasserre, est principalement soutenu par l’État, la Région Ile-de-France, le Département de l’Essonne, l’agglomération Grand Paris Sud, la Ville d’Évry-Courcouronnes et l’AFM-Téléthon.

Pour obtenir plus de renseignements sur les plateformes labélisées par le Genopole, ainsi que sur les équipements mutualisés accessibles à la communauté scientifique francilienne, vous pouvez aussi contacter Julien Picot (Julien.Picot@genopole.fr).

Ce qui apparait pour le plus grand nombre d’entre nous, comme un évènement heureux, la naissance d’un enfant, peut se révéler dans certains cas comme une épreuve. En effet, chaque année en France, des nouveaux nés viennent au monde sévèrement malades et hospitalisés en service de réanimation néonatale. Dans certains cas, un séquençage peut aider au diagnostic voir proposer des solutions thérapeutiques et permettre aux pédiatres à traiter le nourrisson. Le délai moyen d’obtention d’un diagnostic génétique en France reste actuellement encore long : de 1,5 an en moyenne, et jusqu’à 5 ans pour 25% des patients.

Afin de pallier cette insuffisance, le CNRGH (plateforme de séquençage) en association avec des équipes cliniques du CHU de Dijon et de l’Inserm, ont mené une étude pilote de faisabilité du séquençage haut débit de génome en urgence sur des nouveaux nés malades, dont le délai global a été raccourci jusqu’à 38 jours (dont moins de 2 semaines au CNRGH pour la partie séquençage). Le séquençage haut débit du génome des enfants et de leurs parents et une analyse bioinformatique primaire ont été effectués sur la plateforme de production de séquences du Centre national de recherche en génomique humaine (CEA-CNRGH), en collaboration avec le Très Grand Centre de Calcul (TGCC) du CEA. Grâce à cette analyse rapide du génome entier, le diagnostic apporté chez deux tiers des enfants inclus dans ce projet a permis une prise en charge plus rapide et mieux adaptée chez un tiers d’entre eux. Le déploiement de ce processus au cours des prochaines années permettra d’optimiser la prise en charge de ces enfants malades.

En savoir plus ? Voir aussi le communiqué de presse associé !

Contacts : Jean-François Deleuze (deleuze@cnrgh.fr) et Robert Olaso (olaso@cnrgh.fr)

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CNRGH / Plateforme de séquençage. Au sein de l'Institut de Biologie François Jacob du CEA, le CNRGH (Centre National de Recherche en Génomique Humaine) a pour vocation de répondre aux questions scientifiques posées par la recherche en génétique et en génomique des maladies humaines et possède une expertise reconnue en génotypage et séquençage à haut-débit, grâce au développement et à la mise en œuvre de technologies innovantes et intégrées. A ce titre, le CNRGH opère une plateforme haut débit de séquençage de pointe. Le laboratoire s'est pourvu récemment de 3 NovaSeq (et opère déjà 5 HiSeq X, 1 HiSeq-4000, 1 NextSeq et 2 MiSeq) et également d’un séquenceur MGI, le DNB-G400. Cet ensemble de séquenceurs permet le séquençage du génome humain entier et d’autres applications tel que l’exome, le transcriptome, l’épigenome. Un suivi permanent des évolutions et développements technologiques permet à la plateforme d'être polyvalente et compétitive afin d'offrir à la communauté scientifique du séquençage aux meilleurs coûts et délais. Le CNRGH peut traiter plusieurs dizaines de milliers d'échantillons chaque année. Afin d'assurer une traçabilité et une qualité optimales, le laboratoire a développé son propre LIMS (Laboratory Information Management System) pour suivre l'ensemble du processus. La plateforme fait partie du réseau national France Génomique. Le CNRGH fait partie du top 3 européens dans le domaine.

A propos du CNRGH. Le CNRGH est le centre national de recherche français qui permet de répondre aux questions scientifiques nécessitant des besoins de séquençage et de génotypage à haut débit grâce au développement et à la mise en œuvre de technologies innovantes et intégrées. L'organisation du CNRGH permet d'optimiser la recherche en génétique et en génomique des maladies humaines, en créant les liens indispensables entre la constitution des cohortes (échantillons d'ADN), l'identification des gènes responsables, l'étude du transcriptome et de l'épigénome.

eZYMab est l’une des deux unités formant la plateforme de production d'anticorps (CEA, Institut Joliot, Département Médicaments et Technologies pour la Santé) et est spécialisée depuis plus de 30 ans dans le développement d’anticorps monoclonaux pour la recherche, la détection et le diagnostic. Elle est adossée à un laboratoire de haute sécurité biologique L3 qui permet de développer des anticorps dirigés contre des micro-organismes hautement pathogènes, c’est le cas depuis mars 2020 sur le SARS-CoV2. Avant cette pandémie, le laboratoire et sa plateforme s’étaient illustrés avec le développement en urgence d’un test rapide antigénique permettant le diagnostic de la maladie à virus Ebola pendant l’épidémie de 2014/2015. Retour sur ce succès scientifique !

Vous avez dit Ebola … mais comment obtenir des anticorps de haute affinité contre un des virus les plus dangereux au monde ? Cela a été une longue histoire construite autour de plusieurs stratégies d’immunisation. Plusieurs pistes se sont révélées infructueuses et au final, c’est la mise au point de pseudotypes rétroviraux non pathogènes exprimant la glycoprotéine du virus Ebola Zaïre qui a permis la génération d’anticorps monoclonaux de haute qualité. Ces pseudotypes offrent beaucoup d’avantages, ils ont été utilisés comme immunogène, mais ils ont aussi permis la réalisation du criblage primaire des anticorps ainsi que la caractérisation de l’activité neutralisante des anticorps obtenus. Preuve de leur pertinence, 19 anticorps sur les 20 obtenus ont été validés sur le virus Ebola infectieux dans le cadre d’un partenariat avec le laboratoire P4-Jean Mérieux (INSERM) (Laboratoire de haut confinement dédié à l’étude des agents pathogènes de classe 4). Lors de l’épidémie en Afrique de l’ouest l’utilisation de ces anticorps, dans le cadre d’une action rapide et concertée des différents partenaires, a conduit à la mise au point et à la validation d’un test de diagnostic rapide de la maladie à virus Ebola (Gallais et al., Bull. Soc. Pathol. Exot. 2017). Cet outil est particulièrement adapté aux analyses de terrain, essentiels dans la zone géographique où le virus circule, il a obtenu le marquage CE-IVD. Il est aujourd’hui commercialisé par la société Vedalab et reste l’un des seuls disponible sur le marché (en savoir plus ?).

Ce projet a bénéficié du soutien du programme interministériel de R&D contre les risques NRBCE.

La plateforme de production d'anticorps se compose de deux unités : ProdIg, partie intégrante du Laboratoire d'Etudes et de Recherche en Immunoanalyse (LERI), et eZYMab, partie intégrante du Laboratoire Innovations technologiques pour la Détection et le Diagnostic (LI2D). Ces deux unités sont rattachées au Service de Pharmacologie et d'Immunoanalyse du CEA Saclay. Ces deux entités ont une expérience de plusieurs décennies dans leur domaine de compétence, elles ont une grande habitude de gérer des projets en prestation/collaboration et sont toutes les deux certifiées ISO90001. La plateforme propose trois types de prestations : production d'anticorps polyclonaux de lapin, production d'anticorps monoclonaux de souris et vente d'anticorps polyclonaux ou monoclonaux.

Contact : eZYMAB : Laurent Bellanger (laurent.bellanger@cea.fr)

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A propos de l’Institut des sciences du vivant Frédéric Joliot : L’Institut des sciences du vivant Frédéric Joliot (CEA-Joliot) étudie les mécanismes du vivant pour, à la fois, produire des connaissances et répondre à des enjeux sociétaux au cœur de la stratégie du CEA : la santé et la médecine du futur, le numérique et la transition énergétique. Les travaux, fondamentaux ou appliqués, reposent sur des développements méthodologiques et technologiques. Les collaborateurs du CEA-Joliot sont pour moitié impliqués dans des unités mixtes de recherche (UMR), en partenariat avec le CNRS, l'INRAE, l’INRIA, l'Inserm, l’Université Paris-Saclay et l’Université de Paris. Le CEA-Joliot est implanté principalement sur le centre CEA-Paris-Saclay. Des équipes travaillent également à Orsay, Marcoule, Caen, Nice et Bordeaux.

Créé il y a 5 ans au sein de l’Institut de Chimie des Substances Naturelles (ICSN, Gif-sur-Yvette), la plateforme de criblage de composés bioactifs (CIBI) s‘est fixée comme objectif d’offrir à la communauté scientifique un panel d’approches méthodologiques permettant d'identifier, de caractériser et de valoriser le potentiel thérapeutique de nouveaux composés bioactifs. Son mode de fonctionnement ainsi que ses ressources nous permettent de proposer différentes prestations qui vont du criblage HTS en passant par la validation in cellulo jusqu’à l’évaluation in ovo (hit to lead). CIBI est également devenue un acteur privilégié dans des projets de chimie médicinale. Cette forte implication dans des activités de recherche lui a permis de figurer comme partenaire dans le projet européen TASCMAR porté par le Dr J. Ouazzani (ICSN).

Aujourd’hui CIBI est fortement impliquée dans la réalisation d’un projet de maturation (GLIOVED) coordonné par le Dr Fanny Roussi (ICSN) en collaboration avec les équipes des Dr B. Antonny (Institut de Pharmacologie Moléculaire et Cellulaire - IPMC, Nice) et T. Virolles (Institut Valrose, Nice). Ce projet soutenu et financé par la SATT Paris-Saclay vise à mettre sur le marché une nouvelle molécule « first in class » dans de traitement du glioblastome qui est la forme la plus courante de tumeur cérébrale primitive qui touche les adultes de tout âge (en savoir plus ?). Ainsi des composés appelés schweinfurthines (SWs) ont été isolés à partir de plantes du genre Macaranga. Ces molécules agissent via un nouveau mécanisme d’action, sans corrélation avec aucun mécanisme connu d'inhibition de croissance cellulaire. En étroite collaboration avec l’équipe du Dr Fanny Roussi, nous avons montré que ces molécules sont actives, à l'échelle nanomolaire, sur diverses cultures de cellules souches de gliomes (GSC) dérivées de patients ainsi que sur des lignées cellulaires de glioblastome multiforme (GBM). Leur effet cytotoxique est lié à l'inhibition de l'homéostasie du cholestérol car elles ciblent une protéine du transport intracellulaire du cholestérol (OSBP) et pourraient avoir un effet sur la voie de biosynthèse des isoprénoïdes. Ce mécanisme cytotoxique est très intéressant car il diffère de ceux provoqués par les chimiothérapies conventionnelles (dommages à l’ADN), peu efficaces sur les GSC à des concentrations similaires.

Ce travail a fait l’objet d’une première publication (Peresse T. et al., J. Biol. Chem. 2020) et sera l’objet du dépôt de 3 demandes de brevet.

En 2018, La plateforme CIBI a également été labellisée IBiSA dans le cadre de la création d’une plateforme multi-site (C@PS) qui s’inscrit dans la dynamique de la création de l’Université Paris-Saclay.

Contact : Jérôme Bignon (jerome.bignon@cnrs.fr)

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La plateforme ICSN / Plateforme de criblage de composés bioactifs (CIBI) a pour vocation d'identifier, de caractériser et de valoriser le potentiel thérapeutique de nouveaux composés bioactifs impliquées dans différentes pathologies. Pour atteindre ces objectifs, des approches complémentaires ont été développées qui nous permettent de maîtriser les différentes étapes qui vont de l'identification de molécules actives (criblage HTS), en passant par la validation in vitro et in cellulo jusqu'à l'évaluation in ovo de leurs activités (hit to lead). Le mode de fonctionnement de la plateforme CIBI ainsi que ses ressources nous permettent de proposer différents types de prestations : i) une prestation de service complète réalisée par les ingénieurs de CIBI, 2) l'accès à certains équipements (ex : robotique), iii) le développement de projets scientifiques collaboratifs, iv) la mise en place de partenariats avec l'industrie.

CIBI est aujourd'hui partie intégrante de C@PS, une plateforme réunissant sous une bannière unique les activités de criblage sur le plateau de Saclay, labélisée IBISA fin 2018). C@PS agrège les compétences i) de la plateforme CCCHD (Joliot, CEA, Saclay) pour la réalisation de criblages biologiques à haut débit ainsi que la préparation de chimiothèques ciblées, ii) de la plateforme CIBLOT (Faculté de Pharmacie, Université Paris sud, Châtenay-Malabry) pour les mesures d’interactions protéines/ligands par technologie alpha-screen et la quantification de paramètres cellulaires, iii) de la plateforme CTPF (ICSN, CNRS, Gif-sur-Yvette) pour les mesures d’interactions protéines/ligands par thermal shift assay et d’analyses de transcriptomes par PCR quantitative et iv) de la plateforme CIBI (ICSN, CNRS, Gif-sur-Yvette). Cette dernière combine les équipements nécessaires pour la réalisation de criblages biologiques à haut débit. Elle assure également l’étude du mode d’action des composés actifs les plus prometteurs (« touches » ou « hits »).

A propos de l’Institut de Chimie des Substances Naturelles (ICSN). Avec un effectif de près de 200 personnes, l’ICSN constitue le pôle chimie du campus CNRS de Gif-sur-Yvette. L’Institut est situé en bordure du futur campus Paris-Saclay, qui regroupera près de 10% de la recherche française, et fait partie intégrante de cette nouvelle Université. L’ICSN développe des activités à l’interface chimie-biologie, avec les substances naturelles comme objet d’étude et source principale d’inspiration. L’ICSN est organisée en quatre départements de recherche et possède d’importantes plateformes analytiques.

IDMIT (Infectious Disease Models and Innovative Therapies) est une infrastructure nationale en biologie et santé (INBS) dédiée aux recherches précliniques sur les maladies infectieuses humaines. Localisée sur le centre CEA de Fontenay-aux-Roses, IDMIT opère près de 6700 m2 de laboratoires de recherche et de plateformes technologiques en confinement de classes 2 et 3, et est aussi partie intégrante de l’Institut de Biologie François Jacob (CEA/DRF).

IDMIT abrite en particulier la plateforme d’imagerie de l’infection et de l’immunité (L3i), dédiée au développement d’approches expérimentales utilisant différentes modalités d’imagerie in vivo : endomicroscopie confocale, microscopie biphotonique et depuis peu, tomographie par émission de positons couplé à la tomodensitométrie (TEP/CT). La plateforme propose aussi de réaliser des analyses ex vivo par différentes techniques d’histologie.

Focus sur ce nouvel équipement hybride TEP/CT. Les équipements couplant tomographie par émission de positons (TEP) et tomodensitométrie (CT) sont aujourd’hui monnaie courante en France, et bien présents dans la quasi-intégralité des services de médecine nucléaire. Plus rares sont les équipements de ce type entièrement dédiés à l’imagerie préclinique, et unique en France, est la configuration retenue par plateforme d’imagerie de l’infection et de l’immunité (L3i) pour opérer son Vereos de chez Philips. Cet équipement est en effet positionné de part et d’autre de deux laboratoires : l’un permettant un confinement de classes 2 et 3 pour la manipulation d’animaux susceptibles d’être infectés par des pathogènes humains, avec notamment le lit de positionnement des sujets (en rouge) ; l’autre, hors zone de confinement biologique, avec le statif du tomographe, permettant un accès facile pour sa maintenance (en bleu). Une salle des consoles, également hors zone de confinement biologique, complète cette installation en permettant le pilotage du tomographe (en mauve). La TEP est régulièrement utilisée dans nos programmes de recherche pour détecter et quantifier les pathogènes ou l'activité métabolique qu'ils génèrent ainsi que la distribution de molécules thérapeutiques, ou de vaccins grâce au couplage de ces molécules ou vecteurs d’intérêt avec des radionucléides émetteurs de positons (carbone 11, fluor 18, gallium 68, cuivre 64 et zirconium 89) ; la partie CT quant à elle permettant une imagerie anatomique. Nos études récentes ont par exemple montré l’intérêt de cette technologie pour caractériser les lésions pulmonaires liées à l’infection avec le SARS Cov2 chez le PNH. En savoir plus ? Maisonnasse et al., Nature 2020.

Contact : Catherine Chapon (catherine.chapon@cea.fr)

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La plateforme d’imagerie de l’infection et de l’immunité (L3i) propose des équipements et expertises en imagerie in vivo et ex vivo pour l'étude des interactions hôte-pathogènes dans des modèles de maladies infectieuses humaines chez le primate non humain. Nos objectifs sont de caractériser la dynamique de transmission et dissémination des pathogènes, de caractériser la dynamique de la réponse immunitaire aux infections et aux traitements et également de suivre la distribution des traitements. Différentes modalités d'imagerie in vivo permettent l'exploration du système immunitaire du corps entier à la cellule sont installées dans des laboratoires de niveau de conifnement biologique 2 et 3 (Tomographie par Emission de Positons couplée à un Tomodensitomètre à Rayons X (TEP-TDM) (Vereos, Philips); un microscope biphotonique (SP8 MP, Leica) adapté au primate, un système d'endomicroscopie confocale (Cellvizio, Maunakea), un système de caméra proche infra rouge (Fluobeam, Fluoptics)). De plus, notre expertise en histologie permet de caractériser au niveau tissulaire les différents marqueurs de l'immunité par immunohistofluorescence et immunohistochimie.

A propos d’IDMIT. IDMIT (Infectious Disease Models and Innovative Therapies) est une infrastructure nationale en biologie et santé (INBS) dédiée aux recherches précliniques sur les maladies infectieuses humaines. Ses fondateurs institutionnels sont le CEA, l’Institut Pasteur, l’INSERM mais aussi l’ANRS (Agence nationale de Recherche sur le SIDA et les Hépatites Virales) et l’Université Paris-Saclay. Localisée sur le centre CEA de Fontenay-aux-Roses, IDMIT offre aujourd’hui à la communauté scientifique nationale et internationale une infrastructure unique en Europe, une expertise scientifique, différents modèles d’infections virales humaines - notamment chez le primate non-humain (PNH) - pour l’étude de l’infection par le VIH, le SARS-Cov2, les virus de la grippe, du chikungunya, de la dengue, de la fièvre jaune, et également par les agents du paludisme, de la coqueluche, et des chlamydioses. Ses objectifs ? i) d’étudier la pathogénèse des maladies infectieuses humaines dans des modèles in vivo, ii) caractériser les réponses immunes innées et adaptatives aux infections, iii) étudier les interactions hôtes-pathogènes et enfin, iv) développer des modèles précliniques pour évaluer l’efficacité de nouvelles stratégies préventives et thérapeutiques, notamment chez le PNH.

Une banque d’ADN et de cellules dédiée aux maladies rares sur le territoire Paris-Saclay ? Mais encore … un FOCUS PLATEFORME fruit d’un échange avec Safaa Saker-Delye, responsable de cette biobanque et Julien Picot, coordinateur des plateformes génopolitaines.

Créée et installée depuis 1990 sur le biocluster Genopole (Évry-Courcouronnes), la banque d'ADN et de cellules gère aujourd’hui une impressionnante collection : 408 000 échantillons (!) provenant de 88900 individus issus de 45055 familles concernées par 472 pathologies différentes dont 70 maladies neuromusculaires ! A ce titre, cette biobanque est l’une des plus importantes banques européennes de maladies génétiques rares. Les cellules et l’ADN stockés, d'une valeur inestimable pour l’AFM-Téléthon, ont déjà permis de localiser 98 gènes impliqués dans des pathologies dont 73 d’entre eux ont été identifiés.

L’extraction d’ADN à proprement dit, est réalisée à partir de tubes de sang total prélevés chez les patients et réceptionnés à la banque. Ces tubes sont ensuite mis dans un extracteur qui utilise des billes magnétiques, puis la pureté de l’ADN extrait est évaluée via à un spectrophotomètre UV-visible DropSense96® (PerkinElmer). Cet équipement, acquis par Genopole, permet l’analyse spectrale spécifique de la concentration de biomolécules de type ADN / ARN et protéines avec une grande sensibilité de détection. La concentration de l'ADN est ensuite standardisée à 200 ng/µL avant son stockage.

Le contrôle de la qualité de l'ADN extrait est aussi une composante essentielle dans l’activité de la biobanque. Pour se faire, cette dernière opère depuis quelques années un LabChip GX Touch® (PerkinElmer), véritable petite révolution quant à ses performances et notamment la rapidité des analyses. Précédemment (< 2014), la biobanque réalisait ses contrôles de qualité via des gels d’agarose sur champ pulsé. Cette technique de référence, performante mais très longue, ne permettait pas de contrôler l'ensemble des ADN extraits avant leur envoi aux différents collaborateurs (actuellement, annuellement 2500 extractions et 4000 envois d'ADN). Le LabChip GX Touch® utilise une puce microfluidique alternative au gel d’agarose. Il permet d’automatiser l’analyse par électrophorèse de l’ADN en passant une plaque 96 puits en moins de 2 heures et la valeur affichée sur le spectre obtenu indique directement la qualité de l’ADN.

Contact : Safaa Saker-Delye (saker@genethon.fr)

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Genopole / Banque d’ADN et de cellules. Depuis sa création en 1990, la banque d'ADN et de cellules est hébergée au sein de Généthon (laboratoire pionnier du biocluster Genopole, Évry-Courcouronnes), et se donne pour but de favoriser les avancées de la recherche en génétique en mettant à la disposition de la communauté scientifique des services de haute qualité d'une banque de cellules et de produits humains. Son objectif est de mettre en banque la mémoire des maladies génétiques et principalement des maladies neuromusculaires, et de donner aux équipes de chercheurs, toutes pathologies confondues, le matériel humain nécessaire à leurs travaux. La Banque d'ADN et de Cellules, labellisée Genopole, fonctionne comme un service à la disposition de l'ensemble de la communauté médicale et scientifique française et internationale. Une charte régit les rapports entre la plateforme et les personnes utilisant ses services et ce, dans le respect à la fois des principes éthiques présidant au recueil des produits humains, des dispositions législatives et réglementaires gouvernant l'activité de prélèvement, de traitement et de stockage desdits produits et des informations qui y sont associées. Financée par l’AFM-Téléthon, Généthon et Genopole, la banque d’ADN et de cellules est une plateforme nationale labellisée IBiSA et certifiée Afnor NFS 96-900 qui réalise des prestations de service en extraction et contrôle qualité de l’ADN, en culture de cellules et en stockage sécurisé. Par conséquent, ses principales activités sont i) la collecte du matériel biologique de familles atteintes de maladies génétiques ainsi que les données d'identification nécessaires au suivi des prélèvements, en garantissant l’anonymat des patients ; ii) le traitement des prélèvements pour les rendre disponibles à la communauté scientifique (extraire l'ADN, isoler le sérum et le plasma ; isoler des lymphocytes et établir des lignées lymphoblastoïdes B ; établir des cultures primaires de myoblastes et fibroblastes) ; iii) le stockage des échantillons pour les recherches à venir et rendre pérenne leur conservation dans les meilleures conditions ; et iv) la distribution des échantillons nécessaires pour les recherches en cours en respectant les principes et lois de bioéthique.

A propos de Genopole. Biocluster français dédié à la recherche en génomique et aux biotechnologies appliquées à la santé et à l’environnement, Genopole rassemble 83 entreprises de biotechnologies, 17 laboratoires de recherche, 26 plateformes technologiques, ainsi que des formations universitaires (université d’Evry, Paris-Saclay). Son objectif : créer et soutenir des entreprises de biotechnologies et le transfert de technologies vers le secteur industriel, favoriser le développement de la recherche dans les sciences de la vie, développer des enseignements de haut niveau dans ces domaines. Situé à Évry-Courcouronnes, Genopole, dirigé par Gilles Lasserre, est principalement soutenu par l’État, la Région Ile-de-France, le Département de l’Essonne, l’agglomération Grand Paris Sud, la Ville d’Évry-Courcouronnes et l’AFM-Téléthon.

Pour obtenir plus de renseignements sur les plateformes labélisées par le Genopole, ainsi que sur les équipements mutualisés accessibles à la communauté scientifique francilienne, vous pouvez aussi contacter Julien Picot :  Julien.Picot@genopole.fr

Depuis 2010, la plateforme d'interactions moléculaires (INTERMOL) fait partie de l’UMS IPSIT (INSERM/CNRS/UPSaclay, Faculté de Pharmacie, Châtenay-Malabry) et offre régulièrement ses services aux équipes de recherche académiques du territoire Paris-Saclay – et notamment celles impliquées dans l'innovation thérapeutique – en proposant son expertise technique et scientifique. La plateforme assure régulièrement des prestations pour des partenaires académiques extérieurs ou privés, et est membre du Réseau européen ARBRE - Association of Ressources for Biophysical Research in Europe. INTERMOL dispose tout particulièrement d’un Biacore® T100 (Cytiva) et maitrise la technologie de résonance plasmonique de surface (SPR), équipement et méthodologie permettant de caractériser finement l'affinité d'interaction entre 2 partenaires (KD) mais aussi d'en évaluer les constantes cinétiques et ainsi mieux comprendre le mécanisme d'interaction. La haute sensibilité de cet équipement permet aussi de travailler avec des molécules de très faible poids moléculaire (300 Da), ce qui concerne de nombreux candidats médicaments.

Exemple choisi de développement, dans le cadre d’une collaboration avec l'Institut Galien Paris-Saclay (UMR CNRS 8612): L'Institut Galien Paris-Saclay (UMR CNRS 8612) a notamment pour mission de concevoir, de préparer et de caractériser des nanomédicaments capables d'optimiser l'activité pharmacologique des substances actives, en les protégeant par encapsulation lorsqu'elles sont fragiles, en améliorant leur passage à travers les barrières biologiques et en ciblant leur site d'action afin de diminuer les effets indésirables. Dans ce cadre, les interactions moléculaires jouent un rôle central et la caractérisation de ces interactions entre formulations innovantes et cible thérapeutique est essentielle. Lors de la conception de lipoplexes fonctionnalisés avec des fragments d'acide hyaluronique, destinés à cibler les récepteurs CD44 présents sur de nombreuses cellules tumorales, INTERMOL a mis au point une méthode SPR spécifique adaptée aux contraintes particulières des structures supramoléculaires (interactions multivalentes, phénomène de transfert de masse, avidité). Cette méthodologie a permis une caractérisation précise de l'interaction moléculaires entre les lipoplexes et le récepteur CD44 (voir figure ci-dessus). Les outils de microcalorimétrie également disponibles sur INTERMOL ont en outre permis de caractériser l'encapsulation d'ARN interférents (siRNA) dans ces lipoplexes dans une perspective de thérapie génique anticancéreuse. En savoir plus ? Nascimento et al., Langmuir 2015.

D’autres projets comme la mise au point de fragments d'anticorps thérapeutiques (Fogaça et al., Nanomedicine 2019) ou la sélection de protéines recombinantes (Vidic et al., Biochemistry 2016) ont également été conduits par la plateforme grâce à la technique SPR, permettant de caractériser leur affinité pour leur cible thérapeutique et optimiser leur séquence.

Contact : Magali Noiray (magali.noiray@universite-paris-saclay.fr)

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IPSIT / plateforme interactions moléculaires (INTERMOL). Les interactions moléculaires jouent un rôle central dans le monde vivant, qu’il s’agisse d’interactions entre des protéines, des glycoprotéines, des lipoprotéines ou encore entre des molécules d’ADN ou d’ARN. Dans le domaine pharmaceutique, la connaissance des interactions entre ces macromolécules et des molécules d’intérêt pharmaceutique, généralement de plus petite taille est essentielle pour concevoir de nouveaux médicaments. L’objectif de la plateforme "Interactions Moléculaires" est de proposer des techniques d’études complémentaires adaptées à l’étude fine de ces interactions. A l’heure actuelle, la plateforme se compose d’un équipement de résonance plasmonique de surface (SPR) de type Biacore T100 (GE Healthcare). Des techniques complémentaires telles que la titration calorimétrique iso-thermique (ITC), la calorimétrie différentielle à balayage (DSC), une microbalance à quartz (QCM) ou encore de la microscopie à fluorescence sont également disponibles sur le site de la Faculté de Pharmacie de Châtenay-Malabry. En partenariat avec la plateforme Transcriptomique TRANS-PROT de l'IPSIT, une nouvelle activité se développe: la plateforme propose d'étudier la stabilité des protéines, partenaires d'interactions, et de mettre en évidence leurs interactions avec des ligands. L'appareil de SPR est ouvert à l'ensemble des laboratoires de la Faculté de Pharmacie, Université Paris Saclay, des autres laboratoires académiques ainsi que les industriels.

Le trouble bipolaire est un trouble de l'humeur affectant 1% de la population adulte. Il se caractérise par l’apparition régulière et cyclique de différentes phases émotionnelles incluant une phase de dépression, une phase maniaque et des phases mixtes. Depuis plus de 70 ans, les sels de lithium sont le traitement de référence du trouble bipolaire. Bien que de nombreuses études aient suggéré son effet neurotrophique et neuroprotecteur sur le cerveau des patients bipolaires, les mécanismes d’action du lithium restent inexpliqués à ce jour. Sa biodistribution et pharmacocinétique / dynamique dans le cerveau est une autre inconnue mais de premières informations pointent le nez !

Récemment, une étude conduite par une équipe pluridisciplinaire de physiciens, psychiatres et bioinformaticiens de Neurospin (Institut Joliot, CEA, Centre de Saclay, Gif-sur-Yvette), en collaboration avec des chercheurs de l’AP-HP (Hôpitaux Universitaires St Louis-Lariboisière-Fernand Widal), révèle pour la première fois et par imagerie par résonance magnétique (IRM) du Lithium-7 (7Li) à 7 Tesla, une accumulation de lithium dans l’hippocampe gauche de patients atteints de trouble bipolaire et traités avec ce cation. Cette étude a été menée en partie sur le plateau technique NEUROSPIN / imagerie in vivo chez l'homme, ex vivo et in vitro, IRM 7T, plateau opérant un équipement unique sur Paris-Saclay et rare en France (Magnetom 7T, Siemens Healthineers). A noter également que cet IRM dans sa configuration actuelle, comporte le système de gradient le plus puissant installé à cette intensité de champ magnétique (Gmax 100mT/m ; slew rate 200T/m/s) et dispose d’un système de transmission parallèle avec 8 canaux d’émission (1kW/canaux).

Les images obtenues, uniques au monde à cette résolution, confirment l’hétérogénéité de la distribution du lithium dans le cerveau et indiquent clairement que l'hippocampe gauche présente systématiquement des concentrations supérieures à la moyenne à travers notre cohorte. Ces résultats sont particulièrement intéressants compte tenu du rôle central de l’hippocampe dans le contrôle des émotions et de son atrophie observée chez certains patients bipolaires non traités.

Afin de mieux comprendre la réponse thérapeutique à ce médicament, ces travaux seront tout prochainement étendus aux patients bipolaires nouvellement traités au lithium afin d’exploiter, entre autres, l’IRM du 7Li à haut champ comme marqueur prédictif de la bonne ou mauvaise réponse au traitement (projet européen R-LiNK).

En savoir plus ? Stout et al., Biol. Psychiatry 2020.

Contact : Fawzi Boumezbeur (fawzi.boumezbeur@cea.fr) et Alexandre Vignaud (alexandre.vignaud@cea.fr)

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NEUROSPIN / Imagerie in vivo chez l'homme, ex vivo et in vitro, IRM 7T : Technologie : Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) à ultra haut champ 7 Tesla. Recherche fondamentale et appliquée sur le cerveau chez l’homme Offre : Gestion de protocoles de recherche biomédicale d’imagerie, recrutement de volontaires sains, acquisition de données d'imagerie in vivo de cerveau chez l’homme ou in vitro de pièces anatomiques, développement et mises en place de séquences IRM (IRM anatomique, IRM de diffusion, spectroscopie RMN, IRM fonctionnelle) analyse et traitement de données d'imagerie

A propos de NeuroSpin. Neurospin est une infrastructure de recherche sur le cerveau exploitant des grands instruments d'imagerie. NeuroSpin offre à la communauté scientifique publique et privée la possibilité de faire progresser la connaissance du cerveau, et particulièrement du cerveau humain, en proposant un accès à des méthodologies de pointes en imagerie cérébrale et en neuro-informatique. NeuroSpin développe et met à la disposition de la communauté des instruments uniques, notamment en imagerie très haut champs et dans le domaine des big data. Cette offre s'inscrit dans le cadre des missions spécifiques de NeuroSpin qui sont : i) analyser les fonctions du cerveau humain, leur développement dans l'enfance, et l'impact de la culture et de l'éducation ; ii) identifier les marqueurs et les mécanismes de maladies neurologiques, psychiatriques et neurodéveloppementales ; iii) comparer le cerveau humain et celui d'autres espèces animales ; développer et tester des méthodes d'imagerie à toutes les échelles d'observation : par résonance magnétique (IRM), par électro- et magnéto-encéphalographie (EEG et MEG), et par électrophysiologie massivement parallèle ou l'imagerie photonique et v) développer des logiciels spécialisés dans le traitement et la modélisation des grands jeux de données en neuroimagerie.